Methodenauswahl
Dana Zimmer, Rhena Schumann
Phosphor kommt in der Natur überwiegend als Phosphat oder teilweise als Phosphonat vor. Phosphat geht mit zahlreichen Ionen und organischen Verbindungen schwer zugängliche (unlösliche) Verbindungen ein. Deshalb müssen Aufschlussverfahren die Matrix der Probe berücksichtigen (Abb. 2.1-1). Unter Umständen müssen auch Störionen, wie Arsenat, vor der Messung z. B. durch Fällung, entfernt werden. Oft reicht es jedoch, die Reaktionsbedingungen so einzustellen, dass sich Störionen nicht auswirken.
Nachranging, aber nicht unwichtig, ist die Wahl der Analysemethode. Die photometrische Bestimmung, z. B. als Molybdänblau, ist zunächst viel einfacher und kostengünstiger als die Alternative, die ICP (Inductively Coupled Plasma engl. für induktiv gekoppeltes Plasma). Allerdings ist der Messbereich einiger photometrischer Methoden im unteren μM-Bereich. Hier lohnt es sich manchmal, nach Methoden zu suchen, die einen etwas höheren Messbereich besitzen. Die ICP hat den Vorteil, dass jegliche Probenmatrix "eingemessen" und der Messbereich in gewissen Grenzen und in Abhängigkeit der anderen zu messenden Elemente eingestellt werden kann. Die Molybdänblaumethode toleriert wiederum hohe Nitratkonzentrationen (Salpetersäure, Königswasser!) nicht. Außerdem traten immer wieder Probleme auf, nachdem Aufschlüsse in PE-Röhrchen ohne Neutralisation gelagert wurden.
► Einordnung der Matrix des zu analysierenden Materials nach
► Gehalt an organischer Substanz,
► Salinität und
► Störionen.
► Wahl der Extraktionsart
► nach P-Bindungsformen bzw. Probenaufarbeitung und
► Abstimmung mit der P-Analytik.
► Abgleich mit vorhandenen Geräten für
► die Extraktion,
►das P-Bestimmungsverfahren,
► das vorhandene Probenvolumen,
► passend zum Messbereich der Analysenmethoden und
► evtl. Autoanalyser für hohen Probendurchsatz.
Alle Materialien können eingefroren werden (Abb. 2.1-2). Materialien mit geringem Wassergehalt werden jedoch üblicherweise sofort getrocknet und anschließend bei Raumtemperatur gelagert. Der hohe organische Gehalt von Biomasse kann den Persulfataufschluss überfordern. Dann kann veraschtes Material in den Aufschluss gegeben werden.
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 2.1 Allgemeines Vorgehen (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Dana Zimmer, Rhena Schumann
Wichtige Eigenschaften von Proben, die auch auf die Wahl des Aufschlussverfahrens bzw. die Matrix der Messlösung Einfluss haben, sind die Konzentrationen von Wasser, organischer Substanz, Carbonat, Aluminium und Eisen, weil sie die Zugänglichkeit des Phosphats maßgeblich beeinflussen können. Das wiederum bestimmt die Schritte des Aufschlusses und die Wahl des Phosphornachweises.
Auch für wässrige Proben ist die Matrix wichtig. So stören z. B. Arsenat, Silikat und Nitrat den Molybdänblaunachweis (Grasshoff et al. 1999, Kapitel 5.2.3). Nitrat verursacht aber erst Probleme im millimolaren Bereich, also in Extrakten mit Salpetersäure oder Königswasser. Darüber hinaus gibt es auch einen Salzmatrixeffekt, i. e. durch den Salzgehalt kommt es zu einer Farbvertiefung des Molybdänblaus. Der pH-Wert spielt auch eine Rolle, wiederum vor allem in sauren Extrakten. Eine starke Eigenfärbung, z. B. durch (Pflanzen)Pigmente, stört ebenfalls wieder den photometrischen Nachweis.
Böden, Sedimente bzw. Mudden werden vor allem nach ihrem organischen Gehalt eingeteilt (Tab. 2.2-1). Die meisten Mineralböden in Mitteleuropa / Deutschland haben nur organische Gehalte von <2 %. Ausnahmen bilden die in Mitteleuropa seltenen Schwarzerden mit Humusanteilen von ca. 6 % in Deutschland (Wikipedia: Schwarzerde). Als Mineralböden sind aber alle Böden mit einer Konzentration von <15 % organischer Bodensubstanz (OBS) definiert. Liegt die OBS-Konzentration zwischen 15 und 30 % handelt es sich um ein Anmoor und bei Konzentration >30 % um einen Torf (Blume et al. 2010).
Mineralböden können normalerweise mit Königswasser (oder Fluss- und/oder Perchlorsäure) ohne vorherige Veraschung in der Mikrowelle aufgeschlossen werden. Eine Veraschung der Böden vor dem Aufschluss ist ab etwa 10 % OBS in Betracht zu ziehen. Anmoorböden und Torfe werden nicht wie Mineralböden aufgeschlossen sondern wie organisches Material behandelt, also entweder vor dem Königswasseraufschluss verascht oder mit HNO3 + H2O2 aufgeschlossen.
Vor dem Aufschluss von Mineralböden oder mineralischen Sedimenten (v.a. Kalkmudden) mittels Königswasser ist die Carbonatkonzentration zu überprüfen. Carbonatkonzentrationen bis etwa 2 % können als problemlos angesehen werden. Liegt die Carbonatkonzentration >2 % würde bei der Zugabe von konz. HCl im Zuge des Königswasseraufschluss durch die Zersetzung des Carbonats zu CO2 die Probe hochsprudeln und außerdem wird ein Teil des HCl „verbraucht“. Derartige carbonathaltigen Böden oder mineralischen Sedimente sind im Vorfeld vom Carbonat zu befreien. Dies kann entweder durch eine HCl-Behandlung oder durch Erhitzen auf 900 °C erfolgen. Bei Carbonatgehalten von schätzungsweise >30 % kann nicht mehr sinnvoll mit Königswasser aufgeschlossen werden.
Die Einteilung der Mudden nach ihrer Bodenart in Sand- Schluff- und Tonmudde ergibt sich aus der Korngrößenverteilung analog den Mineralböden. Sand ist definiert als Einzelpartikel von <2 mm bis >63 µm, Schluff als <63 µm bis >2 µm und Ton als Einzelpartikel <2 µm (Ad-hoc-AG Boden 2005). Die Anteile der einzelnen Korngrößenklasse bestimmen die Bodenart (Ad-hoc-AG Boden 2005, Seite 142).
| Material | organischer Gehalt (%) |
| Mineralboden | < 15 |
| Anmoor | 15-30 |
| Moor und Torf | > 30 |
| mineralische Sedimente | < 5 |
| organische Sedimente | > 5 |
Der in der Bodenkunde gebräuchliche Begriff der Mudde, der Sedimente von >5% organischen Gehalts bezeichnet, wird hier viel feiner gegliedert (Tab. 2.2-2 und 2.2-3). Allerdings sind solche Sedimente in Seen nicht sehr häufig und es gibt deshalb wenig Befunde zum Phosphorgehalt. Mehr Daten gibt es aus Teichen und Mooren (vgl. Kapitel 1.6).
| Muddeform | Muddeart | Stoffliche Zusammensetzung | ||
| organischer Anteil (%) |
Kalkanteil (CaCO3) % |
Silikat (%) | ||
| organo- mineralische Mudden Fm |
Sandmudde (Fms) | 5…< 30 | keine Angaben |
vorwiegend |
| Schluffmudde (Fmu) | ||||
| Tonmudde (Fmt) | ||||
| Diatomeenmudde (Fmi) | ||||
| Kalkmudde (Fmk) | ||||
| organische Mudden (Fh) |
Lebermudde (Algenmudde) (Fhl) |
≥ 30 | keine Angaben |
|
| Torfmudde (Fhh) | ||||
| Detritusmudde (Fhg) | ||||
| Muddeart | Beschreibung |
| Sandmudde | mit erkennbaren Anteilen an organischer Substanz, geringmächtige Schicht |
| Schluffmudde | mit erkennbaren Anteilen an organischer Substanz, besonders im Altmoränengebiet und Thüringer Becken |
| Tonmudde | mit erkennbaren Anteilen an organischer Substanz, plastische, seifige oder schmierige Konsistenz, meist als geringmächtige Schicht |
| Diatomeen- mudde |
aus Diatomeenresten, gegenüber Kalkmudde durch HCl- Zugabe und von Tonmudde nur mikroskopisch zu unterscheiden |
| Kalkmudde | im frischen Zustand plastisch oder elastisch, zerfällt bei HCl-Zugabe nicht völlig, reichlich ungelöstes Material (>20 Massen-%), aus absinkenden Kalkpartikeln oder kalkhaltigen Bestandteilen abgestorbener Organismen (z. B. Armleuchteralgen, Gehäuseschnecken) gebildet |
| Leber- oder Algenmudde |
homogen von elastischer (leberartiger), gallertartiger Konsistenz, muschelig brechend, wird von abgestor- benen, zersetzten Algenresten (Phytoplankton) gebildet und kennzeichnet tiefe, ruhige Bereiche algenreicher, jedoch an höheren Wasserpflanzen armen Seen |
| Torfmudde | mit deutlich erkennbaren Torfresten, braunschwarz |
| Detritus- mudde |
am weitesten verbreitetes Seesediment, häufig mit Samen und erkennbaren Resten von Wasserpflanzen, homogene dichte, plastische bis etwas elastische Masse, aus sehr fein zersetzter organischer Substanz |
Die übliche Bezugsgröße für Phosphorgehalte ist die Trockenmasse des Materials (Kapitel 3.2). Für Materialien, die einen ähnlichen Wassergehalt und ähnliche Trockenraumdichten haben, ist diese Einheit auch gut geeignet, verschiedene Proben zu vergleichen. Soll nur die Düngewirkung beurteilt werden, reicht dieser Bezug auch. Ansonsten müssen unbedingt die Beziehungen zwischen Volumen, Frischmasse, Trockenmasse und Asche bekannt sein oder ermittelt werden, damit der den Pflanzen zur Verfügung stehende P in der Fläche berechnet werde kann.
Werden Mudden bzw. Sedimente aufgeschlossen, ist deshalb im Vorfeld eine Bestimmung der Trockenraumdichte des Materials notwendig (Kapitel 3.), weil dieses einen sehr unterschiedlichen Wassergehalt haben kann. Proben mit einem hohen Gehalt an Organik haben häufig auch einen hohen Wassergehalt. Für den Aufschluss von Aschen muss außerdem der Glühverlust bekannt sein. Kalkhaltige Proben sollten durch Erhitzen auf 900°C von Kalk befreit werden.
Über den Wassergehalt, der die Trockenraumdichte maßgeblich beeinflusst (Abbildung 2.2-1), wird der Phosphorgehalt auf das Volumen bzw. bei Sedimenten auf die für das Ökosystem wirksame Fläche, i. e. Sediment-Wasser-Interface, bezogen. Die Interpretation von P-Gehalten nur im Trockenmassebezug führt zu Fehleinschätzungen der P-Verfügbarkeit oder auch von Zusammenhängen von P und organischem Gehalt (vgl. Kapitel 1.7). Darüber hinaus sind auch Wassergehalt und organischer Gehalt selbst miteinander korreliert, so dass hohe P-Gehalte in schlickigen Sedimenten nicht direkt "als organisch gebunden" interpretiert werden können (Abbildung 2.2-2), insbesondere dann nicht, wenn der Trockenmassebezug gewählt wird.
Es ist auch möglich, Proben mit hohen organischen Gehalten oder sogar Biomasse wie eher mineralische Proben zu verarbeiten. Hier wird jedoch vorsorglich empfohlen, die Proben in veraschtem Zustand aufzuschließen (Tabelle 2.2-4).
| Vorbereitung | |
| Material | Arbeitsschritte |
| Böden | lufttrocknen oder bei 40 °C im Trockenschrank |
| < 2 mm sieben | |
| evtl. homogenisieren und/oder veraschen | |
| wenn nötig, Carbonatzerstörung | |
| Sedimente | bei 60 °C im Trockenschrank |
| evtl. homogenisieren und/oder veraschen | |
| wenn nötig, Carbonatzerstörung | |
Es wird in der Bodenkunde immer nur der Feinboden (<2 mm) analysiert, alles >2 mm ist das Bodenskelett und wird, wenn dann nur in Ausnahmefällen und dann separat analysiert!
Werden Proben mit hohem organischen Gehalt direkt aufgeschlossen, ist eine Bestimmung der Dichte und vor allem des Wassergehalts des Materials unbedingt notwendig (Ausnahmen Knochenkohlen). Knochenkohle, Knochenchips und andere Biokohlen (Ausnahme evtl. "Hydrochar") sind, im Gegensatz zu den anderen Materialien, wasserarm und braucht nicht getrocknet werden. Die Knochenkohle kann sowohl gemörsert als auch als Einzelpartikel von 1 bis 4 mm aufgeschlossen werden. Sollen Einzelpartikel aufgeschlossen werden, müssen auf jeden Fall lange Aufschlusszeiten (45 min) an der Mikrowelle gewählt werden, d. h. dass ein hoher Energieeintrag gewährleistet werden muss. Knochenkohle enthält, im Gegensatz zu vielen anderen Biokohlen, sehr hohe P-Konzentrationen, weshalb die Extrakte entsprechend (stark) verdünnt werden müssen.
Organisch gebundene Phosphate gelten als schwer(er) extrahierbar (z. B. Svendsen et al. 1993). Deshalb werden für solche Proben die Extraktionsmethoden üblicherweise besonders scharf formuliert. Das beinhaltet hohe Energieeinträge (Druck und Temperatur), starke Säuren und ggf. hohe Konzentrationen an Oxidationsmitteln. Werden jedoch Aschen aufgeschlossen, ist die organische Matrix entfernt. Dann kann die Methode der Phosphorquantifizierung (recht) frei gewählt werden.
| Vorbereitung | |
| Material | Arbeitsschritte |
| Torfe und Mudden | evtl. nach Trocknung auf < 2 mm sieben |
| evtl. veraschen | |
| wenn nötig Carbonatzerstörung | |
| Pflanzen und Streu | nach Trocknung staubfein mahlen (holzige Pflanzen auf jeden Fall mahlen) |
| und/oder veraschen | |
| Kartoffelknollen, Güllen u. ä. | besser einfrieren und Gefriertrocknung |
| evtl. veraschen | |
| Knochen | nach Trocknung fein mahlen |
| Knochenkohlen u. ä. |
außer evtl. Mörsern, keine Vorbehandlung notwendig |
| Behandlung der Extrakte | |
| einige Extrakte | Verdünnung |
Tierische Biomasse wird überwiegend als Trockenmasse oder Asche analysiert. Die meisten dieser Materialien sind sehr phosphorreich, weil die meisten wirtschaftlich interessanten Organismen entweder ein P-reiches Endo- oder P-reiches Exoskelett besitzen (Wirbeltiere mit Knochen, Muscheln mit Schalen). Bei der Auswertung der publizierten Ergebnisse ist es sehr wichtig, ob es um die insgesamt aus dem System entfernte Phosphormenge (und deshalb mit Kochen und Gräten) oder nur die im nutzbaren Produkte enthaltene Phosphormenge geht. Die Auswertung der Literatur muss diesen Aspekt sorgfältig evaluieren.
Bei der Aufarbeitung von fettreichen Geweben kommt es zu einer starken Geruchsentwicklung. Deshalb sollen vor der Veraschung wenigstes die Weichteilmaterialen gefriergetrocknet werden. Eine Fettextraktion kann mit Hexan oder einem ähnlichen Lösemittel durchgeführt werden, um Fett von Knochen zu extrahieren (z. B. Lamoureux et al. 2011, Murden et al. 2017). Hohe organische Gehalte gehen mit einer starken Rußbildung einher, weshalb die Biomasse eigentlich im Freien zunächst verbrannt werden sollte. Allerdings kommt es dabei auch zu gewissen Verlusten an kleinen Aschepartikeln, weswegen sich dieses Abbrennen nicht unbedingt eignet, um den Glühverlust zu bestimmen. Entweder werden sehr große Massen verbrannt und der Verlust wird klein oder sehr kleine Proben werden verascht, so dass die Rußbildung gering bleibt. Alternativ gibt es ein neues Verfahren der Veraschung in einem Mikrowellensystenm (Phönix, Fa. CEM).
Im Vordergrund der Analytik tierischen Gewebes steht die hohe Verdünnung der Extrakte vor der Messung. Die meisten Analyseverfahren funktionieren eher im mikromolaren Bereich. Deshalb müssen Folgefehler durch die evtl. mehrmaligen Verdünnungen einkalkuliert werden (Tabelle 2.2-6).
| Vorbereitung | |
| Material | Arbeitsschritte |
| alle Materialien | trocknen und veraschen |
| Weichteile | evtl. Gefriertrocknung und Zerkleinerung |
| ohne Veraschung nur messen, wenn es entsprechende Aufschlussprotokolle gibt |
|
| ohne Veraschung nur, wenn es entsprechende Aufschlussprotokolle gibt |
|
| Behandlung der Extrakte | |
| alle Extrakte | Verdünnung |
Zu solchen Matrices gehören Wasserproben (Seston), Niederschläge mit oder ohne Stäube und Aerosole. Problematisch erscheint hier oft die Aliquotierung für Messreplikate. Entweder werden Aliquote getrennt gelagert (gefroren) und dann komplett aufgeschlossen oder die Suspension wird sorgfältig nach dem Auftauen vor der der Messung durchmischt (Tabelle 2.2-7).
Unter Digestate fallen wasser- und organikreiche Materialien, wie z. B. Güllen, Silagen und Klärschlämme. Je nach erwarteter Stoffmenge sollten diese Proben evtl. auch wie unter 2.2.3 oder 2.2.3 beschrieben aufgearbeitet werden.
| Vorbereitung | |
| Material | Arbeitsschritte |
| Seston | Wasserprobe bei -20 °C einfrieren je nach Replikatanzahl und Aufschlussmethode 50-100 ml |
| vor Messung schnell auftauen (in warmem Wasser) | |
| vor Aliquotierung intensiv schütteln | |
Referenzen
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bgr.bund.de, KA 5 Geländeformblatt
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Meier-Uhlherr R, Schulz C, Luthardt V (2015) Steckbriefe Moorsubstrate. 2. unveränderte Aufl. HNE Eberswalde (Hrsg.), Berlin
Phönix, CEM, https://cem.de/applikation/veraschung-/-muffelofen, letzter Zugriff: 16.09.2024
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Wikipedia, https://de.wikipedia.org/wiki/Schwarzerde
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 2.2 Einfluss der Matrix (Version 1.1) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
folgt in Kürze
Dana Zimmer, Karen Baumann
Nach der Probenahme müssen die Umweltproben wie z. B. Sediment und Bodenproben aufbereitet (und gelagert) werden, bevor sie für die Analysen verwendet werden (können). Die Art der Probenaufbereitung beeinflusst die P-Bindungsformen und Extrahierbarkeit von P aus den Proben. Generell sind die Auswirkungen der Art der Aufbereitung (z. B. Trocknung) und Lagerung bei feuchten Proben mit suboxischem Redoxpotential und/oder einem hohen Anteil von organischer Substanz (z. B. Gärreste, Klärschlamm, Torfböden, wasserreiche und/oder suboxische, Organik-reiche Sedimente), wie bereits in Kapitel 2.3 angesprochen, gravierender als bei relativ trockenen Proben wie z. B. Proben von terrestrischen Mineralböden (z. B. Ajiboye et al. 2004, Bayens et al. 2003, Qi et al. 2014, Rapin et al. 1986, Styles and Coxon 2006).
Potentielle Veränderungen der P-Formen in festen Proben
Prinzipiell gibt es für die Aufbereitung (Punkte (1) bis (4)) und Lagerung (Punkte (5) und (6)) relativ fester Proben, wie z. B. Boden, folgende Möglichkeiten:
(1) Verwendung im naturfeuchten Zustand (wenn anaerob unter N2-Schutzathmosphäre, wenn aerob an der Luft je nach Redoxpotential der Probe)
(2) Trocknung der Proben an der Luft bei Raumtemperatur
(3) Trocknung der Proben im Trockenschrank (bei 40°, 60° oder evtl. 105° C)
(4) Gefriertrocknung
(5) Lagerung nach Trocknung bei Raumtemperatur
(6) Lagerung gekühlt oder tiefgekühlt im feuchten Zustand
Traditionell werden Bodenproben an der Luft oder im Trockenschrank (i.d.R. bei 60 °C) getrocknet und auf < 2 mm (Feinboden) gesiebt. Sofern eine entsprechende Anlage vorhanden ist, können Proben auch durch eine Gefriertrocknung getrocknet werden. In verschiedenen Untersuchungen wurde gezeigt, dass sich durch die Trocknung, egal ob im Trockenschrank oder durch Gefriertrocknung, und das Wiederbefeuchten der Proben vor einer Extraktion die P-Konzentrationen zwischen den P-Fraktionen verschieben und sich sogar die Gesamtmenge des extrahierten Phosphors signifikant im Vergleich zu naturfeuchten Proben verändern kann (Ajiboye et al. 2004, Condron and Newman 2011, Dail et al. 2007, Schlichting and Leinweber 2002, Styles and Coxon 2006, Xu et al. 2011). Es wird vermutet, dass diese veränderte Extrahierbarkeit bei getrockneten Proben durch veränderte Partikelgröße durch das Sieben/Mahlen der getrockneten Proben (z. B. aufbrechen von Aggregaten, vergrößern der Oberfläche) und durch mikrobielle Prozesse/Umsetzungen während der Trocknung verursacht wird (Condron and Newman 2011, Jager and Bruins 1975, Schlichting and Leinweber 2002). Außerdem kann durch die Trocknung die organische Substanz aufgebrochen werden und die Lyse mikrobieller Zellen verursacht werden, wodurch ebenfalls P freigesetzt wird und so der als verfügbare extrahierbare P-Anteil verändert wird (Khan et al. 2019, Sparling et al. 1985, Srivastava 1998, Turner and Haygarth 2001). Derartige Trocknungseffekte sind bei Bodenproben mit einem höheren Anteil an organischer Substanz wie z. B. Torfböden stärker ausgeprägt als bei Mineralböden (Styles and Coxon 2006).
Durch Trocknung bei 60 °C altern außerdem schlecht kristalline Fe-(hydr)Oxide, d. h. ihre Kristallinität nimmt zu (Landa and Gast 1973). Bereits ab 50 °C wird Ferrihydrit in besser kristallinen Goethit und Hämatit umgewandelt (Das et al. 2011). Dieses mag erklären, warum bei sequentiellen Extraktionen von Klärschlamm, Gülle u. ä. oft eine Verringerung des prozentualen Anteiles des P in der NaOH-Fraktion zu verzeichnen ist, da NaOH bevorzugt P extrahiert, welches an Fe-Oxide und organische Substanz gebunden ist (Ajiboye et al. 2004, Dail et al. 2007). Auch die Oxidation eines anaeroben Sediments erhöht die Kristallinität der Fe- und Mn-Oxide. Dadurch wird der Anteil schlecht kristalliner Oxide (stärkerer Bindungspartner für P und andere Elemente) zugunsten stärker kristalliner Oxide verschoben, die jedoch etwas schwächere Bindungspartner für P darstellen (Bordas and Bourg 1998, Rapin et al. 1986,). Liegt zusätzlich S als Bindungspartner in der anaeroben Probe vor, kann die Oxidation der Probe und damit auch die Oxidation des Sulfids zu Sulfat die Bioverfügbarkeit, der daran gebundenen Elemente ebenfalls verändern (Rapin et al. 1986 und Kapitel 1.1 und 2.3). Zu beachten sind auch die hohen S- und N-Konzentrationen v. a. in Schweinegülle; beide können durch Oxidation (und Trocknung) als H2S bzw. NH4-N ausgasen und somit die P-Bindungsformen beeinflussen.
Auch die Nutzung naturfeuchter Proben ist nicht unproblematisch, da die vorwiegend ungesiebten Bodenproben Wurzeln und Bodentiere enthalten, wobei es insbesondere bei organischen Böden schwierig ist, diese von der Bodenmatrix zu unterscheiden und zu entfernen (Condron and Newman 2011). Condron and Newman 2011 schlagen bei der Verwendung von naturfeuchten Bodenproben vor, diese zumindest durch 6 bis 10 mm Siebe zu sieben, um gröberes Material wie Steine, Wurzeln und im Fall von Sedimenten auch beispielsweise Muschelschalen zu entfernen. Eine derartige Probenaufbereitung und Verwendung der Proben im naturfeuchten Zustand kann insbesondere auch für die Analyse von potentiellen hotspots wie der Rhizosphäre (Kapitel 1.2 sowie Feng et al. 2005) vorteilhaft sein.
Wurde eine Probe im reduzierten Zustand entnommen und sollen redox-sensitive P-Formen (z. B. Fe-P) bestimmt werden (Condron and Newman 2011), muss dieses Redoxpotential auch während der Aufbereitung erhalten bleiben. Dies kann z.B. durch Arbeiten unter N2-Athmosphäre in einer Handschuh-Box (glove box) erfolgen.
Werden Proben (egal ob im reduzierten oder oxidierten Zustand) im feuchten Zustand bis zur Analyse gelagert, sollte dies nur für wenige Tage, gekühlt geschehen (z. B. bei 4 °C im Kühlschrank). Ansonsten müssen die Proben (wenn nötig unter Erhalt des Redoxpotentials) eingefroren werden, um mikrobielle Umsetzungen zu reduzieren (Rapin et al. 1986). Bei anaeroben Proben werden die geringsten Veränderungen der Bindungsformen durch das Einfrieren der naturfeuchten Proben verursacht (Rapin et al. 1986). Die Ofentrocknung kann im Vergleich zu tiefgekühlten und feuchten Klärschlämmen und Güllen ebenfalls eine Veränderung der Bindungsformen und Extrahierbarkeit verursachen (Ajiboye et al. 2004, Dail et al. 2007). Neben den angesprochenen Veränderungen der Bindungsformen ist insbesondere für Torfproben zu beachten, dass sich durch die Trocknung des Materials seine Benetzbarkeit ändert, das heißt, dass ein Wiederbefeuchten von getrockneten Torfproben für die Extraktion problematisch sein kann.
Empfehlungen: Um die Effekte der Trocknung auf die P-Bindungsformen so gering wie möglich zu halten, sollten die Umweltproben entweder im naturfeuchten Zustand (ggf. gesiebt) analysiert werden (parallel Trockenmassebestimmung) oder die Trocknung sollte so schonend und so schnell (Verringerung mikrobieller Umsetzung) wie möglich erfolgen. Eine Gefriertrocknung oder Lufttrocknung bei Raumtemperatur (möglichst kleine Probenmengen für ein schnelle Trocknung) sind einer Trocknung im Trockenschrank > 40 °C vorzuziehen. Da die Effekte bei Proben mit höherem organischem Anteil stärker ausgeprägt sind, sollten insbesondere bei Torfproben u. ä. die Trocknungseffekte berücksichtigt werden und die Probenaufbereitung darauf abgestimmt werden (naturfeuchte oder gefriergetrocknete Proben verwenden). Ein Mahlen der Probe erhöht zwar die Homogenität der Probe (potentiell geringere Standardabweichungen) verändert aber durch die Vergrößerung der Oberfläche und das Aufbrechen von Aggregaten auch den extrahierbaren P-Anteil. Hier muss also insbesondere auch anhand der Fragestellung und der angestrebten Analysen entschieden werden, ob gemahlene oder nur gesiebte Proben verwendet werden.
In den einzelnen Arbeitsgruppen des P-Campus existieren spezifische Expertisen zu den unterschiedlichen Umweltproben. In den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau (beide AUF, UR) ist insbesondere die Expertise für die Analytik für Proben von Böden, Pflanzen, Biokohlen und Biomasseaschen vorhanden. Die Expertise zur Probenahme und Aufbereitung von Wasser- und Sedimentproben finden Sie in den Arbeitsgruppen des IOWs, der AG Angewandte Ökologie und Phykologie (Institut für Biologie, UR), speziell dort auch auf der Biologischen Station Zingst und in der Bodenphysik (AUF, UR).
Referenzen
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Zuletzt aktualisiert am: 09.04.2025