Aufschlüsse
Dana Zimmer, Rhena Schumann
Materialien mit dominierend mineralischer Matrix, wie Boden, können ohne vorangegangene Veraschung durch einen Königswasseraufschluss aufgeschlossen werden. Wird Material mit >30% organischer Substanz vor dem Mikrowellenaufschluss nicht verascht, ist, v. a. bei schwerer zersetzbarer organischer Substanz, wie z. B. Holz oder Kartoffelknollen, eine Extraktion mit HNO3 plus H2O2 einer Extraktion mit HNO3 allein vorzuziehen, da der Aufschluss mit HNO3 allein unvollständig sein kann. Krautige oberirdische pflanzliche Biomasse wird auch gut mit HNO3 allein aufgeschlossen, allerdings weist der Extrakt meist eine grüne oder gelbliche Färbung auf, so dass eine photometrische P-Bestimmung nicht möglich ist. Getrocknete Torfe, Gärreste u. ä. sollten ebenfalls mit H2O2 plus HNO3 aufgeschlossen werden. Es liegen derzeit nur wenig Erfahrungen zum Mikrowellenaufschluss von (getrockneten) tierischen Materialien oder organischen Mudden vor. Nach Auskunft von CEM können Fische u. ä. als Frisch- oder Trockenmasse in der Mikrowelle mit konzentrierter HNO3 aufgeschlossen werden.
Wasserproben (Seston, Niederschlagswasser) werden meisten mit Peroxodisulfat aufgeschlossen. Die Konzentrationen von P in den meisten Wasserproben sind vergleichsweise gering, so dass sich immer ein photometrischer Nachweis anschließt, der eine deutlich bessere Nachweisgrenze hat als das ICP-OES.
Für Königswasser- und Salpetersäureaufschlüsse müssen die Proben vor dem Aufschluss über Nacht (unter dem Abzug) mit den Aufschlusschemikalien reagieren, damit durch diese Ausgasung ein zu hoher Druck in den Aufschlussgefäßes vermieden wird. Diese Vorsichtsmaßnahmen sind nicht nötig, wenn von vornherein mit Aschen gearbeitet wird. Bei Wasserproben ist das auch nicht üblich.
Proben mit sehr hohen P-Gehalten, wie Knochenkohle, müssen während des Aufschlusses sehr sorgfältig hinsichtlich der Temperatur und des Drucks überwacht werden. Bei älteren Mikrowellen muss geprüft werden, ob die Gefäße dem entstehenden Druck standhalten können (Herstellerangaben prüfen). Auch müssen die Gefäße in regelmäßigen Abständen (wenn nötig) erneuert werden. Pflanzen- und Tiergewebe besitzen ebenfalls sehr hohe P-Gehalte. Deshalb sind die Einwaagen mit wenigen mg sehr klein. Kleinste Materialverluste beim Überführen in das Aufschlussgefäß und ggf. spätere starke Verdünnungen beeinflussen Genauigkeit und Richtigkeit negativ.
Sollen Proben mit >1% Carbonat (z. B. carbonathaltiger Boden, Kalkmudden, Muschelschalen) mit Königswasser oder HCl aufgeschlossen werden, muss das Carbonat im Vorfeld mit HCl zerstört werden (Auswaage vor und nach Carbonatzerstörung), um zu verhindern, dass bei Zugabe von HCl durch die CO2-Bildung das Probenmaterial hochschäumt und ein Teil der HCl im Königswasser durch die Reaktion mit dem Carbonat "verbraucht" wird. Das Mischungsverhältnis von HCl und HNO3 für Königswasser muss erhalten bleiben.
Am besten wird getrocknetes Material für den Mikrowellenaufschluss eingewogen. Ist eine (vollständige) Trocknung nicht möglich, dürfen klebrige bzw. feuchte Proben beim Einwiegen nicht an den Gefäßrändern verbleiben. Das Probenmaterial muss auf dem Gefäßboden liegen und vom Extraktionsmedium bedeckt sein, ansonsten kann sich Probenmaterial in die Gefäßwandung brennen und die Gefäße beschädigen. Derart beschädigte Gefäße dürfen für weitere Aufschlüsse nicht mehr verwendet werden!
Während eines Mikrowellenaufschlusses dürfen nur in etwa gleichartige Proben mit dem gleichen Extraktionsmittel aufgeschlossen werden, um einen gleichartigen Temperatur- und Druckverlauf zu gewährleisten. Deshalb sollen alle Mikrowellenplätze eines Kreises besetzt sein. Ist das nicht möglich, ist darauf zu achten, dass nicht mehr als zwei Leerplätze (besser nur ein Leerplatz) hintereinander liegen. Blindwerte gelten als Leerplätze. Die Mindestprobenzahl pro Aufschluss ist der Bedienungsanleitung der Mikrowelle zu entnehmen (z. B. bis Mars 5, Fa. CEM).
Selbst die modernen Geräte, die den Energieeintrag über die erreichte Temperatur oder Druck in den Aufschlussgefäßen steuern, können die Energie nur in alle Gefäße gleich eintragen. Ganz neue Steuerungen (ab Mars 6, Fa. CEM) ermöglichen, Leerplätze aus der Energieüberwachung auszutragen. Diese Möglichkeit kann dann auch für die nötigen Blindwerte benutzen. Sie erhalten dann – wie es auch gewünscht ist – die gleiche Energie wie Proben. Standards, die nicht Standardböden oder andere Materialien sind, sondern organische P-haltige Verbindungen, wie Diphenyl- oder Glucose-6-Phosphat, brauchen sicher auch weniger Energie zum Aufschluss. Vorsichtshalber sollten sie wie Blindwerte behandelt werden.
Nach dem Aufschluss müssen die Mikrowellengefäße nach einer längeren Abkühlzeit unter dem Abzug langsam geöffnet werden, da im Gefäß ein hoher Druck herrschen kann. Dies ist besonders wichtig bei organikreichem Material und vorsorglich bei unbekannter Matrix. Die Mikrowellengefäße werden direkt nach dem Entleeren des Extrakts in kaltes Wasser gelegt und gespült (Entfernen von Säureresten und mineralischen Partikeln). Anschließend werden die Gefäße über Nacht in ein basisches Reinigungsbad ggf. mit phosphatfreien Detergentien eingelegt und am nächsten Tag mit einer weichen Bürste gesäubert und mit Reinstwasser gespült. Die Gefäßinnenwände werden auf Kratzer überprüft. Gefäße mit zerkratzter oder angeschmolzener Innenwandung müssen entsorgt werden, was ein hoher Kostenfaktor ist.
Es gibt inzwischen auch Labormikrowellen, die alle Proben nacheinander und drucklos aufschließt (z. B. CEM Discover SP-D). Diese ist mit einem automatischen Probengeber für 24, 48 oder 72 Plätze ausgestattet. Jedes Mikrowellengefäß wird nacheinander separat verschlossen, temperatur- und druckgesteuert bestrahlt. So können die unterschiedlichsten Proben nacheinander aufgeschlossen werden. Die Aufschlusszeit je Proben beträgt ca. 10 min, so dass die Gesamtbearbeitungszeit nicht viel länger ist als bei einer herkömmlichen Labormikrowelle.
Für die Schwermetallanalytik im Spurenbereich werden die Aufschlussgefäße zusätzlich über Nacht oder mehrere Stunden in verdünnter Salpetersäure eingelegt und zuletzt mit Reinstwasser (0,05 µS cm-1) gespült. Nach Abschluss einer Probenserie sollen die Mikrowellengefäße ein Reinigungsprogramm mit Salpetersäure in der Mikrowelle durchlaufen.
Wasserproben (Seston und freie gelöste Nährstoffe) können ebenfalls in Labormikrowellen aufgeschlossen werden. Der sehr geringe organische Gehalt der Proben erlaubt die Anwendung schonender Aufschlussmedien in geringeren Konzentrationen. Gerade deshalb muss der Energieeintrag abgesichert sein, d. h. dass es keine undichten Verschlüsse geben darf, die den Druckaufbau behindern (Abbildung 4.1-1, 3 sehr niedrige Ergebnisse). Die natürliche Materialermüdung verhindert bei manchen Fabrikaten innerhalb weniger Jahre den Druckaufbau. Dann müssen die Gefäße ausgetauscht werden. Die Probenvolumina betragen 10-50 ml. Proben mit sehr geringen Elementgehalten (<1 µmol l-1) brauchen sehr saubere Aufschlussgefäße (Abbildung 4.1-1, 1 sehr hohes Ergebnis).
Die eben beschriebene Prozedur gilt für Phosphor und Metalle, ist aber ganz konträr zur Nutzung der Aufschlussgefäße für Stickstoff. Deshalb muss es separate Gefäße für TP bzw. Metall-Aufschlüsse und TN geben. Das ist durchaus ein hoher Kostenfaktor mit ca. 100 € pro Gefäß. Die Proben in Abbildung 4.1-2 wurden in derselben Mikrowelle (ohne Druck- und Temperaturkontrolle aufgeschlossen wie die TP-Proben, nur in neuen Gefäßen. Die Reproduzierbarkeit ist deutlich besser (geringerer Interquartilabstand).
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 4.1 Mikrowellenaufschlüsse (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
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Dana Zimmer, Rhena Schumann
Fragestellung:
Es soll abgeschätzt werden, welche Einwaage an Probenmaterial notwendig ist und in welchem Konzentrationsbereich P im Extrakt vorliegt. Die Abschätzung erfolgt aus der geschätzten P-Konzentration in der Umweltprobe (siehe Kapitel 1) und einem Standardaufschlussverfahren.
Bekannte Vorgaben:
► Es muss ein geschätzter P-Konzentrationsbereich in der Probe bekannt sein (siehe Kapitel 1): z. B. in Knochenkohle 100…150 g P kg-1. In den folgenden Formeln wird zur Vereinfachung immer mit 100 g P gerechnet. Die Berechnung für 150 g P ergibt sich analog.
► Ein Standardverfahren inklusive vorgeschlagener Einwaagen, Verdünnungen usw. wird ausgewählt. Knochenkohle hat eine organische Matrix und kann daher mit einem Standardverfahren wie für pflanzliches Material aufgeschlossen werden. Pflanzliches Material wird standardmäßig:
► mit 0,1 g eingewogen
► mit 5 ml konz. HNO3 und 3 ml 30 %-iges H2O2 aufgeschlossen,
► auf 100 ml aufgefüllt
► die P-Messung erfolgt am ICP-OES
► der mittlere Standard hat eine Konzentration von 10 mg P pro Liter
► Die P-Konzentration im Extrakt sollte idealerweise im Bereich des mittleren Standards der Kalibrationsgerade liegen bzw. als äußerste Grenze die zehnfache Konzentration nicht überschreiten
Schrittweises Vorgehen zur Ermittlung der P-Konzentration im Extrakt nach Standardvorgehen:
► Die vermutete P-Konzentration in der Probe (100…150 g P pro 1000 g) wird über eine Verhältnisgleichung auf die Standardeinwaage umgerechnet:
Nach Umstellung ergibt sich folgende Formel:
In 0,1 g Knochenkohle befinden sich also 0,01 bis 0,015 g P.
► Diese P-Menge in der Einwaage entspricht auch der P-Menge im Extrakt aus dieser Einwaage. Wenn also der Extrakt nach Mikrowellenaufschluss mit HNO3 und H2O2 auf 100 ml mit Reinstwasser aufgefüllt wird, befinden sich zwischen 0,01 und 0,015 g P in 100 ml Extrakt.
► Diese P-Menge in 100 ml im Extrakt wird mittels Verhältnisgleichung in die P-Konzentration pro Liter umgerechnet:
Nach Umstellung ergibt sich folgende Formel:
► Der Extrakt hat also eine P-Konzentration von 0,1 bis 0,15 g P pro Liter. Dies entspricht nach Umrechnung einer Konzentration von 100 bis 150 mg P pro Liter im Extrakt.
Vergleich der ermittelten P-Konzentration mit den Vorgaben:
► Vergleich:
► P-Konzentration des mittleren Standards: 10 mg P pro Liter
► P-Konzentration im Extrakt 100 bis 150 mg P pro Liter
► Bei einer standardmäßigen Einwaage von 0,1 g Knochenkohle und Auffüllen auf 100 ml liegt die P-Konzentration im Extrakt also 10 bis 15 Mal so hoch wie der mittlere Standard.
► Schlussfolgerung:
► Die P Konzentration im Extrakt sollte folglich um ein Fünftel bis ein Zehntel niedriger sein!
► Generell stehen 2 Möglichkeiten, dies zu erreichen, zur Verfügung:
► Verringerung der Einwaage auf ein Zehntel also statt 0,1 g Knochenkohle nur 0,01 g einwiegen
► Verdünnung des Extrakts um Faktor 5 bis 10
Abwägen der Vor- und Nachteile der beiden Möglichkeiten
Verringerte Einwaage:
► Vorteile:
► Es wird weniger Probenmaterial benötigt
► Es ist nachträglich keine Verdünnung des Extrakts notwendig, welches möglicherweise zu einen Verdünnungsfehler führen könnte
► Es wird weniger Extraktionsmittel benötigt
► Nachteile:
► Bei sich statisch aufladenden Material kann eine geringere Einwaage problematisch werden
► Bei heterogenem Material kann eine geringere Einwaage größere Standardabweichungen bedeuten. Das Material muss also entweder homogenisiert werden (z.B. mahlen) oder die Zahl der Einwaagen muss erhöht werden
► Sollen neben P andere Elemente im Extrakt bestimmt werden, liegen sie durch die verringerte Einwaage möglicherweise unterhalb der Bestimmungsgrenze
5- bis 10-fache Verdünnung
► Vorteile:
► Keine/weniger der Probleme, die während einer verringerte Einwaage (statische Aufladung, Heterogenität) auftreten können
► Andere möglicherweise nötige Elemente befinden sich im Messbereich bzw. durch Herstellen unterschiedlicher Verdünnungen können die idealen Konzentrationsbereiche der einzelnen Elemente hergestellt werden
► Nachteile:
► Verdünnungsfehler
► Evtl. höherer Chemikalienverbrauch
Entscheidung mit Wichtung der einzelnen Punkte (das Wichtigste zuerst)
Eine verringerte Einwaage sollte in Betracht gezogen werden, wenn: 1. das Material relativ homogen ist, sich 2. bei der Einwaage wenig oder nicht statisch auflädt, 3. keine weiteren Elemente im Extrakt bestimmt werden müssen und 4. wenig Probenmaterial zur Verfügung steht.
Eine Verdünnung um Faktor 5 bis 10 sollte gewählt werden, wenn 1. weitere Elemente bestimmt werden müssen, 2. das Material heterogen ist, 3. statische Probleme bei der Einwaage verursacht und 4. ausreichend Material zur Verfügung steht.
Vorschlag für eine Anpassung des Aufschlussverfahrens für Knochenkohle
Die Verringerung der Einwaage auf ein Zehntel verringert, bei einem Standardvolumen von 100 ml, die P-Konzentration im Extrakt (von 100 bis 150 mg L-1) von auf 10 bis 15 mg P pro Liter und es können Chemikalien für die Extraktion gespart werden (Tab. 4.1.1-1). Da aber nur auf 50 ml aufgefüllt wird, erhöht sich die P-Konzentration voraussichtlich auf 20 bis 30 mg P pro Liter. Dies liegt noch im guten Messbereich für P am ICP-OES, ermöglicht aber gleichzeitig auch noch die Bestimmung anderer Elemente. Sollen zusätzlich Spurenelemente wie Cd, Cu, Zn o. ä. bestimmt werden, kann das Endvolumen weiter auf 20 oder 25 ml reduziert werden. Da sich die P-Konzentration dann voraussichtlich auf 40 bis 60 mg P pro Liter erhöht, bedeutet dies, dass evtl. eine Verdünnung des Extrakts notwendig ist, um in einer separaten Verdünnung P zu bestimmen.
| Verfahren | ursprünglich | angepasst |
| Einwaage | 0,1 g | 0,01 g |
| Extraktions- chemikalien |
5 ml konz. HNO3 und 3 ml H2O2 | 2,5 ml konz. HNO3 und 1,5 ml H2O2 |
| Endvolumen | 100 ml | 50 ml |
| erwartete P-Konzentration |
100 bis 150 mg P pro Liter | 20 bis 30 mg P pro Liter |
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 4.1.1 Abschätzung der Einwaagen (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
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Dana Zimmer, Rhena Schumann
Eignung
Der Königswasseraufschluss eignet sich für mineralische Sedimente und Mudden sowie Aschen (für z. B. Fe, Mn, Al, Na, Ca, K, Mg, P). Böden mit hohem Eisengehalt sollten jedoch nicht verascht werden (Kapitel 3.3). Die Gefäße müssen mit Säure gespült werden, wenn auch eine Spurenelementanalytik (z. B. Cd, Cu, Pb, Zn) vorgesehen ist.
Königswasser kann nicht eingesetzt werden, wenn Phosphor photometrisch (mit Molybdat im Reagenz) nachgewiesen werden soll (Hansen & Koroleff 1999, Kapitel 5.2.3). Die Aufbewahrung der stark sauren Aufschlüsse in PE-Gefäßen führt zu zusätzlichen Problemen, in dem falsch-hohe P-Konzentrationen über die Molybdänblaumethode bestimmt werden (Abbildung 4.1.2-1). Dieselben extrem falsch-positiven Ergebnisse gab es auch für andere Aufschlüsse (Abbildung 4.1.2-2). Die Ursache konnte noch nicht geklärt werden, so dass in diesem Fall die Aufschlüsse unbedingt neutralisiert werden müssen. Evtl. gibt es eine Störung durch Weichmacher.
Beim Königswasseraufschluss werden keine Silikate zerstört. Man erhält vom Boden sogenannte Pseudo-Total-Konzentrationen (DIN 16174, 70-90% der Elementkonzentration gegenüber Aufschluss mit Silikatzerstörung). Königswasseraufschlüsse werden in der Bodenkunde aber trotzdem als Gesamtelementaufschlüsse behandelt (z. B. BBoSchutzV). Für vollständige Silikataufschlüsse sind Fluss- und Perchlorsäure nötig (DIN 14869-1). Diese Aufschlüsse können in wenigen Laboren durchgeführt werden, da spezielle Abzüge und Sicherheitsvorkehrungen notwendig sind!
Für Bodenproben sind neben P Elemente interessant, die die P-Verfügbarkeit und -Bindung charakterisieren: Fe, Al, auch Ca (Kapitel 5.1). Üblich sind die gemeinsame Quantifizierung von P auch noch mit Al, K, Mg, Mn, Zn. Zur Schwermetallanalytik gehören Cd, Cu, Ni und Pb.
Cu kann jedoch nicht gemeinsam mit P gemessen werden, weil sich die Detektionswellenlängen zu ähnlich sind. Einige weitere wichtige Schwermetalle bereiten Probleme in der Analytik und brauchen Geräteanpassungen: As und Hg. Andere Elemente würden messbar sein, verschmutzen aber den Zerstäuger: Na und S.
Konzentrationsbereich
Der Messbereich und die Nachweisgrenzen für P sind sehr stark von der Wahl der Detektionsmethode abhängig. Allgemein ist die ICP die Methode mit der höchsten (schlechtesten) Nachweis- und Bestimmungsgrenze (Kapitel 5.1). Hier kann durch eine Anpassung der Materialeinwaage in das Aufschlussreagenz die Konzentration in der Messlösung so angepasst werden, dass die Konzentration in der Messung im Messbereich liegt.
Allerdings erfasst die ICP neben ortho-Phosphat auch gelöste gebundene Phosphorverbindungen, was jedoch in harschen Aufschlüssen kaum Unterschiede ausmachen kann, weil P weitgehend vollständig in Phosphat umgewandelt sein sollte. Die ICP hat auch einen wesentlich größeren Messbereich als photometrische Verfahren (Kapitel 9), was (Folge)Fehler durch Verdünnungen ausschließt.
Ein Nachweis des P allein ist auch photometrisch über den Vanadomolybdat-Komplex möglich (Kapitel 5.2.5), wobei die Materialeinwaage relativ hoch sein muss, um die Bestimmungsgrenze von 0,3 mg P l-1 bzw. 9,7 µmol l-1 im Aufschluss deutlich zu überschreiten.
Protokoll
► Tag 1: Vorbereitung
► Schutzkleidung anlegen (Handschuhe, Schürze, Brille).
► Ca. 0,5 g luftrockenen Feinboden (ggf. gemörsert, Boden <1% Carbonat) in die Teflongefäße der Mikrowelle einwiegen (genaue Einwaage notieren)
► Unter dem Abzug 6 ml konzentrierte HCl (Gefäßwände sauber spülen von Probenmaterial) und anschließend 2 ml konzentrierte HNO3 zur Bodenprobe geben (beide aus Dispensern mit säurefester Keramik).
► Standards (Kapitel 6.6) und 2 Blindwerte (6 ml konzentrierte HCl und 2 ml konzentrierte HNO3) pro Durchlauf einordnen.
► Bodenproben mit den Säuren im Karussell der Mikrowelle bis zum nächsten Tag offen unter dem eingeschalteten Abzug stehen lassen.
► Tag 2: Aufschluss
► Gefäße verschließen, Blindwerte und ggf. auch gelöste Standards als "Leerplätze" markieren, Mikrowelle nach Vorschrift bedienen (siehe unten), ca. 1 h abkühlen.
► Aufschlusslösung über (Kunstoff)trichter in 50 oder 100 ml (Kunststoff)maßkolben überführen (Abbildung 4.1.3-2).
► Mikrowellengefäß und Trichter mit Reinstwasser in den Kolben abspülen und Kolben mit Reinstwasser auf 10, 25, 50 bzw. 100 ml auffüllen. Dieses Volumen muss genau sein, denn daraus berechnet sich später die Elementkonzentration.
► Silikate (Sandteilchen u.ä.) werden im Königswasseraufschluss nicht zerstört, aber die Lösung selbst muss klar sein, ansonsten muss davon ausgegangen werden, dass der Aufschluss unvollständig war und wiederholt werden muss.
► Die Aufschlusslösung in (säuregespülte) Polyethylen-Flaschen (Rückstellprobe) filtern (gefaltete Papierfilter z. B. Macherey-Nagel™ gefaltetes Filterpapier MN 612 Rückhaltevermögen 5-8 µm oder phosphorarm MN 616 G Rückhaltevermögen 4-12 µm).
► Ca. 20 ml in ICP-Gefäße oder für die photometrische Bestimmung abfüllen.
► Für den Molybdänblaunachweis Proben unbedingt vor der Lagerung neutralisieren (Kapitel 4.2).
Abb. 4.1.2-3 Maßkolben mit Trichtern zum Abfiltrieren des Bodens
(Proben)gefäße der Mikrowelle in Berstschutzhüllen (MarsXpress)
Tab. 4.1.2-1 Aufschlussprogram für die Mikrowelle MarsXpress für den Königswasseraufschluss von Böden
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 1 | 1200 | 100* | 160 | 15:00 |
*Die Einstellungen für "Power" sind abhängig von der Anzahl der belegten Gefäße: 8-12 Gefäße (50 %), 13-20 Gefäße (75 %) und > 20 Gefäße (100 %).
► Tag 3: Messung
► Bestimmung am ICP-OES (Wellenlängen für P 214,914 oder 213,617 nm, Kapitel 5.1)
► oder mit Vanadomolybdatgelb am Photometer (Kapitel 5.2.5).
Referenzen
BBoSchutzV: Bundes-Bodenschutz- und Altlastenverordnung vom 9. Juli 2021 (BGBl. I S. 2598, 2716). Ersetzt V 2129-32-1 v. 12.7.1999 I 1554 (BBodSchV). Schwermetalle. Letzter Zugriff: 17.09.2024
CEM Recommendations (2004) Microwave Digestion Applications, MARS 6 Application Notes. Letzter Zugriff: 17.09.2024
Cornell RM, Schwertmann U (2006) The iron oxides: Structure, properties, reactions, occurrences and uses. Wiley VCH Verlag, Weinheim, 2. completely and revised ed., ISBN: 9783527606443
DIN 14869-1 (2003) Bodenbeschaffenheit. Aufschlussverfahren zur nachfolgenden Bestimmung von Element-Gesamtgehalten, DOI: 10.31030/9395275
DIN 38414-17 (2017) Deutsche Einheitsverfahren zur Wasser-, Abwasser- und Schlammuntersuchung; Schlamm und Sedimente (Gruppe S), DOI: 10.31030/2601515
DIN EN 16174 (2012) Schlamm, behandelter Bioabfall und Boden – Aufschluss von mit Königswasser löslichen Anteilen von Elementen; dieses Dokument wird für die ersatzlos gestrichene DIN 11466 empfohlen, DOI: 10.31030/1859031
DIN EN 13346 (2001) Charakterisierung von Schlämmen - Bestimmung von Spurenelementen und Phosphor - Extraktionsverfahren Königswasser, DOI: 10.31030/9066339
Hansen H P, Koroleff F (1999) Determination of nutrients. In: Grasshoff K, Kremling K, Ehrhardt M (Eds.) Methods of seawater analysis. Wiley-VCH, . Aufl. 159-251, DOI: 10.1002/9783527613984.ch10
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 4.1.2 Königswasser: Boden (Version 1.1) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
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Dana Zimmer, Rhena Schumann
Eignung
Besonders geeignet ist dieser Aufschluss für krautiges, oberirdisches Pflanzenmaterial, aber auch für Tiergewebe und Einbettungsharz. Gemessen werden z. B. Fe, Mn, Al, Na, Ca, K, Mg und P. Bei gleichzeitiger Spurenelementanalytik, z. B. Cd, Cu, Pb, Zn, müssen alle Gefäße mit Säure gespült werden.
Salpetersäure kann nicht eingesetzt werden, wenn Phosphor photometrisch (mit Molybdat im Reagenz) nachgewiesen werden soll (Hansen & Koroleff 1999, Kapitel 4.1.2 und 5.2.3).
Konzentrationsbereich
Der Messbereich und die Nachweisgrenzen für P sind sehr stark von der Wahl der Detektionsmethode abhängig. Allgemein ist die ICP die Methode mit der höchsten (schlechtesten) Nachweis- und Bestimmungsgrenze (Kapitel 5.1). Hier kann durch eine Anpassung der Materialeinwaage in das Aufschlussreagenz die Konzentration in der Messlösung so angepasst werden, dass die Konzentration in der Messung im Messbereich liegt.
Allerdings erfasst die ICP neben ortho-Phosphat auch gelöste gebundene Phosphorverbindungen, was jedoch in harschen Aufschlüssen kaum Unter-schiede ausmachen kann, weil P weitgehend vollständig in Phosphat um-gewandelt sein sollte. Die ICP hat auch einen wesentlich größeren Mess-bereich als photometrische Verfahren (Kapitel 9), was (Folge)Fehler durch Verdünnungen ausschließt.
Ein Nachweis des P allein ist auch photometrisch über den Vanadomolyb-dat-Komplex möglich (Kapitel 5.2.5), wobei die Materialeinwaage relativ hoch sein muss, um die Bestimmungsgrenze von 0,3 mg P l-1 bzw. 9,7 μmol l-1 im Aufschluss deutlich zu überschreiten.
Einbettungsharz wird für die Darstellung von P in Bodenkrusten oder Knochenkohlepartikel gebraucht, wenn sie z. B. mittels XAS-Methoden gemessen werden. Der Hintergrund an P im Einbettungsmedium ist deshalb eine wichtige Baseline.
Protokoll für Pflanzenmaterial
► Tag 1: Vorbereitung
► Schutzkleidung anlegen (Handschuhe, Schürze, Brille).
► 0,1 bis 0,5 g l fein gemahlenes Pflanzenmaterial in die Teflongefäße der Mikrowelle einwiegen (genaue Einwaage notieren).
► Standards und 2 Blindwerte (10 ml konzentrierte HNO3) pro Durchlauf herstellen.
► Unter dem Abzug 10 ml konzentrierte HNO3 (Gefäßwände ggf. sauber spülen von Probenmaterial) zugeben.
► Proben bis zum nächsten Tag offen unter dem Abzug stehen lassen.
► Tag 2: Aufschluss
► Gefäße verschließen, Mikrowelle nach Vorschrift bedienen (siehe Bsp. unten), ca. 1 h abkühlen lassen.
► Nach dem Aufschluss über (Kunstoff)trichter in 50 oder 100 ml (Kunststoff)kolben überführen (die Lösung muss klar und ohne Rückstände sein, kann aber evtl. grün oder gelb verfärbt sein).
► Mikrowellengefäße und Trichter mit Reinstwasser in die Kolben abspülen und Kolben auf 50 bzw. 100ml auffüllen.
► Über Faltenfilter (z. B. Macherey-Nagel™ Faltenfilter MN 612 Rückhaltevermögen 5-8 µm oder phosphorarm MN 616 G Rückhaltevermögen 4-12 µm) in (säuregespülte) PE-Flaschen (Rückstellprobe) und dann einen Teil (20 ml) in ICP-Gefäße überführen.
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 1 | 1600 | 100* | 15:00 | 200 | 15:00 |
*Die Einstellungen für "Power" sind abhängig von der Anzahl der belegten Gefäße: 8-12 Gefäße (50%), 13-20 Gefäße (75%) und >20 Gefäße (100%).
► Tag 3: Messung
► Bestimmung am ICP-OES (Wellenlängen für P 214,914 oder 213,617 nm, Kapitel 5.1)
► oder mit Vanadomolybdatgelb am Photometer (Kapitel 5.2.5).
Protokoll für tierische Gewebe
Dieses Protokoll ist noch nicht vielseitig erprobt. Erste Erfahrungen liegen für Fische und Muscheln vor. Nach Empfehlungen der Fa. CEM kann Frischmasse aufgeschlossen werden. Allerdings muss in diesem Fall die Trockenmasse separat bestimmt werden. Die Proben müssen ohnehin getrocknet werden, weil Elemente im Bezug zur Trockenmasse angegeben werden. Kleine Mengen Gewebe sollten besser gefriergetrocknet werden, nicht zuletzt um die Geruchsbelästigung gering zu halten.
► Tag 1: Vorbereitung
► Schutzkleidung anlegen (Handschuhe, Schürze, Brille).
► eher <0.1 g Trockenmasse oder <0.5 g Frischmasse zerkleinertes (Fisch)fleisch in die Teflongefäße der Mikrowelle einwiegen.
► Standards und 2 Blindwerte (10 ml HNO3) pro Durchlauf präparieren.
► Unter dem Abzug 10 ml konzentrierte HNO3 hinzufügen.
► Wände sauber spülen von Probenmaterial.
► Proben bis zum nächsten Tag offen unter dem Abzug stehen lassen.
► Tag 2: Aufschluss
► Gefäße verschließen, Mikrowelle nach Vorschrift bedienen (siehe unten), ca. 1 h abkühlen lassen.
► Nach dem Aufschluss über (Kunstoff)trichter in 50 oder 100 ml (Kunststoff)kolben überführen. Die Lösung muss klar und ohne Rückstände sein.
► Mikrowellengefäß und Trichter mit Reinstwasser in die Kolben abspülen und Kolben auf 50 bzw. 100 ml auffüllen.
► Über Faltenfilter (z. B. Macherey-Nagel™ gefaltetes Filterpapier MN 612 Rückhaltevermögen 5-8 µm oder phosphorarm MN 616 G Rückhaltevermögen 4-12 µm) in (säuregespülte) PE-Flaschen überführen und dann einen Teil (20 ml) in ICP-Gefäße überführen.
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 0 | 1600 | 100 | 20:00 | 160 | 5:00 |
| 1 | 1600 | 100 | 20:00 | 200 | 15:00 |
► Die Einstellungen für "Power" sind abhängig von der Anzahl der belegten Gefäße: 8-12 Gefäße (50 %), 13-20 Gefäße (75 %) und > 20 Gefäße (100 %).
► Tag 3: Messung
► Messung am ICP-OES (Wellenlängen: 214,914 oder 213,617 nm)
► oder mit Vanadomolybdatgelb am Photometer.
Protokoll Einbettungsharz
Bei diesem Material beginnt die Zersetzung wahrscheinlich relativ plötzlich bei ca. 160 °C, daher die langsame Rampe bis auf 200 °C (Auskunft von CEM, Tabelle 4.1.3-3). Sollte der Aufschluss mit dem unten angegebenen Programm unvollständig sein, wird die Mikrowelle erst langsam auf 160 °C hochgefahren, dann 5 min gehalten und dann weiter langsam auf 200 °C gebracht (Tabelle 4.1.3-4). Es sollen auf keinem Fall mehr als 200 °C gewählt werden. Dieses Alternativprogramm könnte auch für Fisch genutzt werden, falls dessen Aufschluss unvollständig sein sollte.
► Tag 1: Vorbereitung
► Harz zerkleinern, um die Oberfläche zu vergrößern
► Probeneinwaage <0,2 g Trockenmasse
► Extraktionsmittel: 10 ml konzentrierter HNO3
Für das Folgende zunächst die Beschreibungen ansehen. Bitte beachten: Die P-Konzentration im Harz sollte bei 0 liegen (Nutzung für Element-Mapping). Daher sollte das Endvolumen so gering wie möglich sein.
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 1 | 1200 | 100 | 20:00 | 200 |
15:00 |
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 0 | 1200 | 100 | 20:00 | 160 | 5:00 |
| 1 | 1200 | 100 | 20:00 | 200 | 15:00 |
Referenzen
CEM Recommendations (2004) Microwave Digestion Applications, MARS 6 Application Notes. Letzter Zugriff: 17.09.2024
Hansen H P, Koroleff F (1999) Determination of nutrients. In: Grasshoff K, Kremling K, Ehrhardt M (Eds.) Methods of seawater analysis. Wiley-VCH, . Aufl. 159-251, DOI: 10.1002/9783527613984.ch10
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 4.1.3 Salpetersäure: Pflanzen- und Tiergewebe (Version 1.1) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Dana Zimmer, Rhena Schumann
Eignung
Dieser Aufschluss wird überwiegend bei Torf, Knochenkohlen und schwer aufschließbarem Pflanzenmaterial wie Holz, Wurzeln und Kartoffelknollen angewendet. Werden Knochenkohlen u. ä. aufgeschlossen, ist das Mikrowellenprogramm mit der langen Aufschlusszeit zu wählen (s. u.). Alle wichtigen Elemente (z. B. Nährstoffe) sind generell messbar, z. B. Fe, Mn, Al, Na, Ca, K, Mg und P. Bei gleichzeitiger Spurenelementanalytik, z. B. Cd, Cu, Pb, Zn, müssen alle Gefäße wieder mit Säure gespült werden.
Werden Knochenkohlepartikel mit <0,03 g eingewogen und sollen neben P noch z.B. Fe und Zn bestimmt werden, sollten nur 1,7 ml HNO3 und 1 ml H2O2 zugegeben werden und die Proben nach den Aufschluss nur auf 20 oder 50 ml aufgefüllt werden, um oberhalb der Bestimmungsgrenze für Spurenelemente zu liegen. Für die P-Bestimmung am ICP muss evtl. wieder verdünnt werden.
Eine photometrische Detektion des P ist unüblich. Der Molybdänblaunachweis ist nicht geeignet (Hansen & Koroleff 1999, Kapitel 4.1.2 und Kapitel 5.2.3).
Konzentrationsbereich
Der Messbereich und die Nachweisgrenzen für P sind sehr stark von der Wahl der Detektionsmethode abhängig. Allgemein ist die ICP die Methode mit der höchsten (schlechtesten) Nachweis- und Bestimmungsgrenze (Kapitel 5.1). Hier kann durch eine Anpassung der Materialeinwaage in das Aufschlussreagenz die Konzentration in der Messlösung so angepasst werden, dass die Konzentration in der Messung im Messbereich liegt.
Allerdings erfasst die ICP neben ortho-Phosphat auch gelöste gebundene Phosphorverbindungen, was jedoch in harschen Aufschlüssen kaum Unter-schiede ausmachen kann, weil P weitgehend vollständig in Phosphat um-gewandelt sein sollte. Die ICP hat auch einen wesentlich größeren Mess-bereich als photometrische Verfahren (Kapitel 9), was (Folge)Fehler durch Verdünnungen ausschließt.
In Extrakten von Pflanzenmaterial, Torf und Knochenkohle werden hauptsächlich essenzielle Nährstoffe (z. B. Fe, Mn, Al, Na, Ca, K, Mg und P) bestimmt.
Protokoll
Tag 1: Vorbereitung
► Schutzkleidung anlegen (Handschuhe, Schürze, Brille).
► 0,1 bis maximal 0,5 g fein gemahlenes Material in die Teflongefäße der Mikrowelle einwiegen.
► Standards und 2 Blindwerte (5 ml HNO3 und 3 ml 30 %iges H2O2) vorbereiten und einschließen.
► Unter dem Abzug 5 ml konzentrierte HNO3 (Wände sauber spülen von Probenmaterial) und 3 ml 30 %iges H2O2 zur Probe geben.
► Proben bis zum nächsten Tag offen unter dem Abzug stehen lassen.
Tag 2: Aufschluss
► Gefäße verschließen, Mikrowelle nach Vorschrift bedienen (siehe Bsp. unten), ca. 1 h abkühlen lassen.
► Nach dem Aufschluss über (Kunstoff)trichter in 50 oder 100 ml (Kunststoff)kolben überführen (die Lösung muss klar und ohne Rückstände sein, kann aber evtl. grün oder gelb verfärbt sein).
► Mikrowellengefäße und Trichter mit Reinstwasser in die Kolben abspülen und Kolben auf 50 bzw. 100ml auffüllen.
► Über Faltenfilter (z. B. Macherey-Nagel™ Faltenfilter MN 612 Rückhaltevermögen 5-8 μm oder phosphorarm MN 616 G Rückhaltevermögen 4-12 μm) in (säuregespülte) PE-Flaschen (Rückstellprobe) und dann einen Teil (20 ml) in ICP-Gefäße überführen.
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 1 | 1200 | 100* | 15:00 | 200 | 5:00 |
| 2 | 1200 | 100 | 1:00 | 210 | 5:00 |
| 3 | 1200 | 100 | 1:00 | 220 | 5:00 |
| Stufe | Max. Power (W) | Power (%) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 1 | 1200 | 100* | 15:00 | 200 | 5:00 |
| 2 | 1200 | 100 | 1:00 | 210 | 5:00 |
| 3 | 1200 | 100 | 1:00 | 220 | 45:00 |
*Die Einstellungen für "Power" sind abhängig von der Anzahl der belegten Gefäße: 8-12 Gefäße (50 %), 13-20 Gefäße (75 %) und > 20 Gefäße (100 %).
Tag 3: Messung
► Bestimmung am ICP-OES (Wellenlängen für P 214,914 oder 213,617 nm, Kapitel 5.1)
Referenz
Hansen H P, Koroleff F (1999) Determination of nutrients. In: Grasshoff K, Kremling K, Ehrhardt M (Eds.) Methods of seawater analysis. Wiley-VCH, . Aufl. 159-251, DOI: 10.1002/9783527613984.ch10
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 4.1.4 Salpetersäure und Wasserstoffperoxid (30 %): Torf, Knochenkohle, krautiges Pflanzenmaterial (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
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Rhena Schumann
Eignung
Der Gesamtphosphorgehalt (GP oder Totalphosphor TP) ist die Summe der Atome dieses Elements unabhängig von Kompartiment, Bindungsform und Verfügbarkeit für die Organismen. Er umfasst das verfügbare Phosphat, gelöste organische phosphathaltige Verbindungen, den gesamten in der Biomasse gebundenen Phosphor und an suspendierte Partikel adsorbierten oder gebundenen Phosphor – auch in Wasserproben.
Zur Messung des TP müssen alle gebundenen, gelösten und partikulären Phosphorverbindungen in Phosphat überführt werden. Mit einem oxidativen Druckaufschluss werden alle P-haltigen Verbindungen in kleinste Bestandteile aufgebrochen und damit aller Phosphor als Phosphat freigesetzt. Neben diesem Aufschlussverfahren können auch UV-Aufschlüsse bzw. gekoppelte (oxidativ und UV) genutzt werden. Außerdem hat sich ein oxidativer Aufschluss ohne Druck oder UV als geeignet erwiesen (Kapitel 4.2.2, Berthold et al. 2015). Das entstandene Phosphat wird photometrisch gemessen. Die P-Analytik erfolgt in Anlehnung an DIN EN ISO 6878 (2004).
In vielen Gewässern (Seen, Ästuaren) ist Phosphor der die Primärproduktion limitierende Faktor. Da jedoch Phosphor gerade zur Zeit des Phytoplanktonmonitorings (Frühjahr, Sommer) in der Biomasse gebunden und deshalb nur in Spuren als pflanzenverfügbares Phosphat zu messen ist, wird TP als Maß der P-Versorgung des Gewässers herangezogen.
Hohe Nitratkonzentrationen (>2 mmol l-1, Hansen & Koroleff 1999) schließen Extrakte aus Salpetersäure und Königswasser aus. Selbst hohe Winterkonzentrationen an Nitrat in eutrophen Gewässern sind deutlich geringer (z. B. Selig et al. 2006).
Konzentrationsbereich
TP im Seston bzw. in einer unfiltrierten Wasserprobe wird fast immer nach Umsetzung zu Phosphat als Molybdänblau photometrisch gemessen. In der Wasseranalytik dominiert der Molybdänblaunachweis, dessen Messbereich zwischen 0,05 und 10 µmol l-1 liegt. Die Bestimmungsgrenze von 0,05 µmol l-1 kann noch deutlich gesenkt werden (Gimbert et al. 2007), wenn Continuous Flow Analyser mit sehr langen Küvetten eingesetzt werden. Die Bestimmunggrenze für die gesamte Prozedur (Aufschluss und Nachweis) beträgt momentan 0,22 µmol l-1 (5 cm Küvette).
Protokoll
► Vorbereitung
► Proben einfrieren bei -20°C.
► Vor Weiterverarbeitung in heißem Wasser auftauen.
► Aufschluss
► Teflonaufschlussgefäß mit 10 ml gut geschüttelter Wasserprobe (Vollprobe) füllen,
► 1,0 ml basische Persulfatlösung zugeben.
► Pro Durchgang müssen mindestens 2 Standards (einmal 10 µmol l-1 organisch gebundener Phosphor, z. B. Diphenylphosphat, Triphosphat oder Glucose-6-phosphat, und einmal Phosphat) und mindestens 2 Blindwerte aufgeschlossen werden.
► Aufschlussgefäß(e) mit Dichtungseinsatz und Deckel fest verschließen.
► In Haushaltsmikrowelle bei 450 W für 50 s oder in der Labormikrowelle LAVIS 1000 zweimal im Programm 7 (Tabelle 4.1.5-1) aufschließen.
► Nach Aufschluss mindestens 5 min vor Öffnen und Entnahme warten (Achtung hoher Druck!), bei bereits warmen Gefäßen länger warten.
► Neutralisation
► Jede Probe in graduiertes Reagenzglas überführen, mit ca. 1 ml Reinstwasser spülen (zur Probe geben) und auf Raumtemperatur abkühlen lassen.
► Neutralisation der Probe mit Indikator 3-Nitrophenol:
► Zugabe von 3 Tropfen Indikatorlösung,
► einige Tropfen Ammoniaklösung bis zur Gelbfärbung,
► Rücktitration zur farblosen Lösung mit 1 N HCl (Abbildungen 4.1.5-1 und 2).
► Neutralisierte Probe auf 15 oder 20 ml mit Reinstwasser auffüllen.
► Bei Proben ohne deutliche Eigenfärbung entfällt die Messung eines Probentrübungswertes.
| Stufe | Max. Power (W) | Ramp (min) | Temperatur (°C) | Halten (min) |
| 1 | 1000 | 2 | 15:00 | |
| 2 | 1000 | 2 | 15:00 |
► Messung
► photometrisch als Molybdänblau (Kapitel 5.2.3)
► Korrektur der Verdünnung durch die Neutralisation (Gleichung 4.1.5-1)
Gleichung 4.1.5-1 Berechnung der TP-Konzentration im Seston und Korrektur der Verdünnung durch die Neutralisation
Reagenzien
► basisches Persulfat: 25 g Kaliumperoxidisulfat (K2S2O8 stickstoffarm), 15 g Borsäure und 7,5 g Natriumhydrioxid unter Rühren in einem 500 ml mit ca. 400 ml unter Rühren lösen. Auf 500 ml auffüllen.
► 3-Nitrophenol: 0,3 g Nitrophenol in Ethanol oder 0,08 g in 100ml Reinstwasser lösen.
► Ammoniaklösung: konzentrierte Ammoniaklösung 1:4 mit Reinstwasser verdünnen
► 1 N HCl: 85,5 ml konzentrierte HCl langsam in einen ca. ¾ mit Reinstwasser gefüllten Maßkolben geben (Achtung: erwärmt sich!), danach auf 1 l auffüllen.
Referenzen
Berthold M, Zimmer D Schumann R (2015) A simplified method for total phosphorus digestion with potassium persulphate at sub-boiling temperatures in different environmental samples. RRostocker Meeresbiol Beitr 25: 7–25
DIN EN ISO 6878: 2004 Wasserbeschaffenheit – Bestimmung von Phosphor – Photometrisches Verfahren mittels Ammoniummolybdat. Bestimmung von Gesamtphosphor nach Oxidation mit Peroxidisulfat, DOI: 10.31030/9552789
Gimbert LJ, Haygarth PM, Worsfold PJ (2007) Determination of nanomolar concentrations of phosphate in natural waters using flow injection with a long path length liquid waveguide capillary cell and solid-state spectrophotometric detection. Talanta 21: 1624-1628, DOI: 10.1016/j.talanta.2006.07.044
Hansen H P, Koroleff F (1999) Determination of nutrients. In: Grasshoff K, Kremling K, Ehrhardt M (Eds.) Methods of seawater analysis. Wiley-VCH, Weinheim 3. Aufl. 159-251, DOI: 10.1002/9783527613984.ch10
Selig U, Baudler H, Krech M & Nausch G (2006) Nutrient accumulation and nutrient retention in coastal waters – 30 years investigation in the Darß-Zingst Bodden chain. Acta Hydrochim Hydrobiol 34: 9-19, DOI: 10.1002/aheh.200500616
For citation: Schumann R (year of download) Kapitel 4.1.5 Basische Persulfatlösung: Seston (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
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Im Gegensatz zu den Mikrowellenaufschlüssen wird im Subboiling-Ansatz auf die Entwicklung eines erhöhten Drucks verzichtet. Das hat zahlreiche Vorteile. Die Teflongefäße sind wesentlich preiswerter (30% der Druckaufschlussgefäße) und es gibt keine Platzbeschränkung durch die Stellplätze in der Mikrowelle. Deshalb können wesentlich mehr Gefäße angeschafft und gleichzeitig eingesetzt werden. Die sorgfältige Exklusion von Blindwerten oder Leerplätzen (wie in älteren Mikrowellen) entfällt ebenfalls. Die Aufschlüsse können in handelsüblichen Trockenschränken bei 90°C inkubieren, so dass auch die Investition gering ist. Allerdings muss die Aufschlussdauer stark erhöht werden (24 h).
Rhena Schumann, Maximilian Berthold, Dana Zimmer
Eignung
Der gesamte im Sediment vorliegende Phosphor besteht aus zahlreichen sehr unterschiedlich zugänglichen Fraktionen. Leicht verfügbar ist das Phosphat im Interstitialwasser. Mengenmäßig spielt der aber eher eine untergeordnete Rolle. Phosphor ist nicht so leicht bioverfügbar, wenn er organisch gebunden ist, z. B. in bzw. an Biomasse oder Detritus. Sehr schwer zugänglich sind einige Salze, die sich nur im anoxischen Milieu auflösen, sowie an Tonminerale und andere anorganische Partikel adsorbierte Phosphationen (Berthold et al. 2018, Nausch 1981).
Große Teile des gebundenen Phosphats werden in saurem Milieu (HCl, HNO3 oder H2SO4) und ggf. unter Zugabe starker Oxidationsmittel (H2O2 oder Persulfat) freigesetzt. Die Verwendung von Aschen anstelle der Trockenmassen verbessert oft die Aufschlussausbeuten. Die dabei stattfindende Umwandlung von Fe-Oxiden wie z. B. Goethit und Ausflockung während der Neutralisation erschwert jedoch u. a. die Neutralisation (Farbumschlag nicht sichtbar). Auch andere schwer lösliche anorganische Salze erschweren den P-Nachweis. Phosphationen reagieren in saurer Lösung mit Molybdat zu Molybdänblau. Molybdänblau wird photometrisch quantifiziert. Die mit Phosphat unlösliche Verbindungen eingehenden Metallionen (Eisen, Calcium und Aluminium) können aus demselben Sedimentaufschluss bestimmt werden.
Hohe Phosphatkonzentrationen verstärken Eutrophierungsprozesse, weil in den häufig dann anoxischen Sedimenten viel Phosphat mobil ist und auch in die Wassersäule zurückgelangen kann. TP im Sediment ist der grundlegende Parameter, der die Gesamtbelastung mit Phosphor anzeigt. Allerdings kann man kaum Rückschlüsse über dessen Verfügbarkeit für das Phytoplankton ziehen.
Notwendige zu erhebende Sedimentparameter:
► Wassergehalt und Glühverlust der Sedimentproben ermitteln!
► Für einen Flächen- oder Volumenbezug wird auch die Trockenraumdichte gebraucht. Alternativ kann aus einer Korrelation zwischen Wassergehalt und Trockenraumdichte letztere abgeschätzt werden (Berthold et al. 2018).
Protokoll
Probenvorbereitung:
► Sedimente und Böden < 2 mm sieben und diese < 2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden.
► Mahlen: Die Reproduzierbarkeit wird dadurch besser (geringere Standardabweichung). Allerdings wird das Ergebnis der Elementverfügbarkeit für Böden und Sedimente beeinflusst. Die Empfehlungen zu den Mühlen, der Mahlzeit, dem Energieeintrag sind äußerst vielfältig und müssen den Proben angepasst werden.
► Veraschen: Der Vorteil besteht in der besseren Zugänglichkeit der organisch gebundenen Phosphate (organische Verbindungen sind verbrannt). Allerdings formen sich auch anorganische Bestandteile um. Sind Fe-Oxide in höheren Konzentrationen vorhanden, können diese, vor allem gelb-braun gefärbten, Fe-Oxide wie z. B. Goethit und Ferri¬hydrit durch die Temperaturen um 500 °C in Hämatit umgewandelt werden, was dann durch eine intensive Rotfärbung der veraschten Sedimente sichtbar wird (Abb. 4.2.1-1, Derie et al. 1976, Prasad et al. 2006). Fest gebundene Salze, z. B. Ca3(PO4)2, bleiben ebenfalls weitgehend unzugänglich.
Durchführung:
Die saure Persulfatlösung schließt Sedimentaschen deutlich besser auf als die basischen oxidativen Aufschlüsse und oft auch besser als die Salzsäure.
► Pro Sedimentprobe 4 Replikate ansetzen. Restliche Asche rückstellen, bis die Ergebnisse vorliegen.
► Ca. 50 mg (Schlick) bis 100 mg (Sand bzw. mineralisch) der Asche (550 °C, 4 h) in Reagenzgläser mit Schliffstopfen einwiegen.
► Wägeschälchen oder kleine Stücke Aluminiumfolie nutzen: Tara.
► ca. 50 bis 100 mg Asche einfüllen und in Reagenzgläser füllen.
► Wenn nötig, verbleibenden Staub auf dem Schälchen auswiegen. Masse von der Einwaage abziehen. Korrigierte Einwaage notieren!
► Wägeschälchen auswischen. Tara.
► 10 ml Reinstwasser zugeben, gut schütteln,
► 1 ml saure Persulfatreagenz zugeben.
► Geschlossene Röhrchen bei 90 °C für 24 h im Trockenschrank inkubieren.
Aufarbeitung/Neutralisation:
Die Proben müssen nicht neutralisiert werden, wenn sie nicht filtriert werden müssen (fein gemahlenes Material), sofort manuell gemessen (nicht im Continuous Flow Analyser) und auch keine Rückstellproben in PE-Tubes aufbewahrt werden (s. u.).
► ohne Neutralisation:
► Proben abkühlen lassen, aber spätestens nach 2 h weiterbearbeiten (z. B. für photometrische P-Bestimmung).
► Lösung komplett in einen 50 ml Maßkolben überführen und mit Reinstwasser bis zum Eichstrich auffüllen.
► mit Neutralisation (unter dem Abzug arbeiten):
► Sollen die Proben am CFA Autoanalyser gemessen oder in Plastikgefäßen aufbewahrt werden (auch nur kurze Zeit), muss die Probe pH neutral sein. Diese Proben können auch längere Zeit lagern.
► Für die Neutralisation die Proben abkühlen lassen, aber spätestens nach 2 h weiterbearbeiten.
► Probenlösung komplett in einen 50 oder 100 ml Maßkolben überführen und mit einigen ml Reinstwasser nachspülen.
► 3 bis 5 Tropfen Nitrophenollösung zugeben, tropfenweise so viel 1 N NaOH zugeben (max. 4 ml), bis die Lösung leicht gelb wird und auch nach gründlichem Umschütteln gelb bleibt.
ACHTUNG: Bei hohen Fe-Konzentrationen (Probe rot verfärbt nach Veraschung, Abb. 4.2.1-1) kann Fe als gelbliche Flocken bei NaOH-Zugabe ausflocken; daher bei HCl-Zugabe das Auflösen der Flocken sicherstellen!
► Mit 1 N HCl aus einer Bürette pH bis zum Farbumschlag nach farblos titrieren.
► Bis zum Eichstrich auffüllen.
► mit Filtration:
► Zum Schutz der Fitrationsapparate nur mit neutralisierten Proben!
► Sollten viele Sedimentpartikel in Suspension bleiben, sind die Trübungsblindwerte zu hoch und zu variabel. Probe durch Glas-faserfilter filtrieren. VORSICHT: Flüssigkeit stark ätzend!
► Für den CFA auf jeden Fall filtrieren.
► Gut geeignet sind Mehrfachfiltrationsgestelle, die das Filtrat in 50 ml PE-Zentrifugenröhrchen befördern (Abb. 4.2.1-2).
Proben mit sehr hohem Eisengehalt (sichtbar durch Rotfärbung nach Veraschung, Abb. 4.2.1-1) können die Titration und folgende P-Bestimmung durch die Bildung von Fe-Flocken bei der Zugabe von Ammoniak stören (sh. auch Kapitel 4.4.1). Normalerweise lösen sich die Flocken bei HCl-Zugabe wieder auf; dies ist aber genau zu beobachten. Anderenfalls können die Flocken bei der photometrischen P-Bestimmung eine unerwünschte Trübung verursachen oder sogar P binden und durch Absedimentieren der nun P-haltigen Flocken diese der Lösung und damit der Messung entziehen.
Weiterverarbeitung:
► für photometrische P-Bestimmung mittels CFA: 2 x 20 ml Vials füllen und einfrieren. Rest verwerfen.
► Für manuelle photometrische P-Bestimmung: 50 ml Probenlösung in Plastikzentrifugenröhrchen abfüllen.
► Danach 15 ml entnehmen (ohne Schütteln, Partikel konnten absinken), in 25 ml Erlenmeyerkolben überführen und wie bei der Phosphat-bestimmung mit Molybdänblau weiterarbeiten (+ 0,15 ml Ascorbinsäure + 0,3 ml Molybdatmischreagenz, sh. Kapitel 5.2.3).
Ab Extinktionen von 0,8 in einer 5 cm Küvette, abreagierte Probe verwerfen und mit verdünnter Probe neu beginnen! Erfahrungsgemäße Verdünnung für veraschte Sedimentproben:
► Extinktionen um 0,8: mit 1 Teil Probe (5 ml) und 2 Teilen (10 ml) Reinstwasser neu ansetzen (5 ml Eppendorfpipette, 1:3)
► ab Extinktionen von 1: mit 1 Teil Probe (3 ml) und 4 Teile Wasser (4 mal 3 ml) arbeiten (1:5)
► ab Extinktionen > 1,5: es kann 1+9 verdünnt werden (1,5 ml Probe + 9 mal 1,5 ml Wasser, 1:10)
Berechnung:
► Ergebnis der photometrischen Messung um alle Verdünnungen korrigieren, z. B. 10 ml Wasser nach Neutralisation auf 50 ml = x 5; und weitere Verdünnung vor der Messung, z. B. 5 ml + 10 ml = x 3
► Kalibrierfaktor aus der Phosphatmessung übernehmen.
Hinweise zur Qualitätssicherung für den sauren Persulfataufschluss:
► Eine Serie von 50 Röhrchen lässt sich auch gut mit Neutralisationsschritt bearbeiten.
► Je Aufschlussserie 2 bis 5 Blindwerte mitführen. Diese kontrollieren auch Einflüsse der Lagerung insbesondere der sauren Proben.
► 2 externe 10 µM Diphenylphosphat-Standards (Ausbeute) und ggf. zusätzliche Glucose-6-Phosphat-Standards (Prüfung aller Verdünnungsschritte) mit aufschließen: 10 ml Standardlösung in Reagenzgläser ohne Sediment füllen. Ebenfalls mit Persulfat versetzen.
► Werden höhere Gesamtverdünnungen bei sehr hohen P-Konzentrationen in der Asche eingeplant und kann die Einwaage nicht weiter verringert werden (Genauigkeit der Waage, bei Überführen usw.), sollten die Standards genauso verdünnt werden. Damit diese jedoch nicht in die Nähe der Bestimmungsgrenze rücken, müssen höher konzentrierte Standards (20 oder 50 µM) eingesetzt werden.
► Mindestens einen Sediment- oder Bodenstandard mitführen (P-Campus, laboreigen oder zertifiziert, z. B. NIST).
Weitere Hinweise zur Qualitätssicherung siehe Kapitel 6
Chemikalien:
► Reinstwasser soll entionisiertes silikatfreies Wasser sein. Molybdat reagiert auch mit Silikat (aus bestimmten Gläsern oder Ionenaustauschern). Die Messbedingungen unterdrücken natürliche (geringe) Silikatkonzentrationen.
► saure Persulfatlösung: 5 ml 9 N H2SO4 (50 %) auf 100 ml mit Reinstwasser verdünnen. 5 g Kaliumperoxodisulfat (K2S2O8 stickstoffarm) darin auflösen. Lichtgeschützt bei Raumtemperatur nur ca. 1 Woche haltbar. Wenn Persulfat ausgefallen ist, neu ansetzen.
► 1 N HCl: 83 ml 37 % HCl zu ca. 750 ml Reinstwasser in einem 1 Liter Maßkolben geben. Nach Abkühlen auf 1 l auffüllen.
Referenzen
Andersen, JM (1976) An ignition method for determination of total phosphorus in lake sediments. Wat. Res. 16, 119-126, DOI: 10.1016/0043-1354(76)90175-5
Berthold M, Zimmer D, Reiff V, Schumann R (2018) Phosphorus contents re-visited after 40 years in muddy and sandy sediments of a temperate lagoon system. Front Mar Sci 5: Article 305, DOI: 10.3389/fmars.2018.00305
Berthold M, Zimmer D, Schumann R (2015) A simplified method for total phosphorus digestion with potassium persulphate at sub-boiling temperatures in different environmental samples. RMB 25: 7–25
Derie R, Ghodsi M, Calvo-Roche C (1976) DTA study of the dehydration of synthetic goethite αFeOOH. J Thermal Anal 9: 435-440, DOI: 10.1007/BF01909409
Nausch, G (1981) Die Sedimente der Darß- Zingster Boddengewässer- Zustandsanalyse und Stellung im Phosphorkreislauf. Dissertation, Universität Rostock.
Prasad, PSR, Shiva Prasadad, K, Krishna Chaitanya, V, Babua EVSSK, Sreedhar, B, Ramana Murthy, S (2006) In situ FTIR study on the dehydration of natural goethite. J Asian Earth Sci 27, 503-511, DOI: 10.1016/j.jseaes.2005.05.005
For citation: Schumann R, Berthold M, Zimmer D (year of download) Kapitel 4.2.1 Saure Persulfatlösung: Sedimentaschen (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Maximilian Berthold, Rhena Schumann
Eignung
Der Gesamtphosphorgehalt (Totalphosphor TP) ist die Summe der Atome dieses Elements unabhängig von Kompartiment, Bindungsform und Verfügbarkeit für die Organismen. Er umfasst das verfügbare Phosphat, gelöste organische phosphathaltige Verbindungen, den gesamten in der Biomasse gebundenen Phosphor und an suspendierte Partikel adsorbierten oder gebundenen Phosphor – auch in Wasserproben.
Zur Messung des TP müssen alle gebundenen, gelösten und partikulären Phosphorverbindungen in Phosphat überführt werden. Mit einem oxidativen Aufschluss werden alle P-haltigen Verbindungen in kleinste Bestandteile aufgebrochen und damit aller Phosphor als Phosphat freigesetzt. Es gibt einen oxidativen Aufschluss bei 90°C, der jedoch sehr lange inkubieren muss (Berthold et al. 2015). Neben diesem Aufschlussverfahren können auch UV-Aufschlüsse bzw. gekoppelte (oxidativ und UV) genutzt werden (Kapitel 4.1.5). Das entstandene Phosphat wird photometrisch gemessen. Die P-Analytik erfolgt in Anlehnung an DIN 38405 D11-1.
In vielen Gewässern (Seen, Ästuaren) ist Phosphor der die Primärproduktion limitierende Faktor. Da jedoch Phosphor gerade zur Zeit des Phytoplanktonmonitorings (Frühjahr, Sommer) in der Biomasse gebunden und deshalb nur in Spuren als pflanzenverfügbares Phosphat zu messen ist, wird TP als Maß der P-Versorgung des Gewässers herangezogen.
Hohe Nitratkonzentrationen (>2 mmol l-1, Hansen & Koroleff 1999) schließen Extrakte aus Salpetersäure und Königswasser aus. Selbst hohe Winterkonzentrationen an Nitrat in eutrophen Gewässern sind deutlich geringer (z. B. Selig et al. 2006).
Konzentrationsbereich
TP im Seston bzw. in einer unfiltrierten Wasserprobe wird fast immer nach Umsetzung zu Phosphat als Molybdänblau photometrisch gemessen. In der Wasseranalytik dominiert der Molybdänblaunachweis, dessen Messbereich zwischen 0,05 und 10 µmol l-1 liegt. Die Bestimmungsgrenze von 0,05 µmol l-1 kann noch deutlich gesenkt werden (Gimbert et al. 2007), wenn Continuous Flow Analyser mit sehr langen Küvetten eingesetzt werden. Die Bestimmunggrenze für die gesamte Prozedur (Aufschluss und Nachweis) beträgt momentan 0,22 µmol l-1 (5 cm Küvette).
Protokoll
► Pro Durchgang müssen mindestens 2 Standards (einmal 10 µmol l-1 organisch gebundener Phosphor, z. B. Diphenylphosphat, Triphosphat oder Glucose-6-phosphat, und einmal Phosphat) und mindestens 2 Blindwerte aufgeschlossen werden.
| Temperatur (°C) | Halten (h) |
| 90 | 24 |
► Korrektur der Verdünnung durch die Neutralisation (Gleichung 4.2.2-1)
Gleichung 4.2.2-1 Berechnung der TP-Konzentration im Seston und Korrektur der Verdünnung durch die Neutralisation
Reagenzien
Referenzen
Berthold M, Zimmer D Schumann R (2015) A simplified method for total phosphorus digestion with potassium persulphate at sub-boiling temperatures in different environmental samples. Rostocker Meeresbiol Beitr 25: 7–25
DIN 38405 D11-1 Deutsche Einheitsverfahren zur Wasser-, Abwasser- und Schlammuntersuchung; Anionen (Gruppe D); Bestimmung von Phosphorverbindungen (D 11) modifiziert nach: Hansen HP, Koroleff F (1999) Determination of total phosphor by alkaline persulfate oxidation. In: Grasshoff K, Ehrhardt M, Kremling K (eds). Methods of seawater analysis. Verlag Chemie, Weinheim, 3. Ed. 159-228
Gimbert LJ, Haygarth PM, Worsfold PJ (2007) Determination of nanomolar concentrations of phosphate in natural waters using flow injection with a long path length liquid waveguide capillary cell and solid-state spectrophotometric detection. Talanta 21: 1624-1628, DOI: 10.1016/j.talanta.2006.07.044
Hansen H P, Koroleff F (1999) Determination of nutrients. In: Grasshoff K, Kremling K, Ehrhardt M (Eds.) Methods of seawater analysis. Wiley-VCH, Weinheim 3. Aufl. 159-251, DOI: 10.1002/9783527613984.ch10
Selig U, Baudler H, Krech M & Nausch G (2006) Nutrient accumulation and nutrient retention in coastal waters – 30 years investigation in the Darß-Zingst Bodden chain. Acta Hydrochim Hydrobiol 34: 9-19, DOI: 10.1002/aheh.200500616
For citation: Berthold M, Schumann R (year of download) 4.2.2 Basische Persulfatlösung: Seston (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Rhena Schumann, Maximilian Berthold, Dana Zimmer
Eignung
Der gesamte im Sediment vorliegende Phosphor besteht aus zahlreichen sehr unterschiedlich zugänglichen Fraktionen. Leicht verfügbar ist das Phosphat im Interstitialwasser. Mengenmäßig spielt der aber eher eine untergeordnete Rolle. Phosphor ist nicht so leicht bioverfügbar, wenn er organisch gebunden ist, z. B. in bzw. an Biomasse oder Detritus. Sehr schwer zugänglich sind einige Salze, die sich nur im anoxischen Milieu auflösen, sowie an Tonminerale und andere anorganische Partikel adsorbierte Phosphationen (Berthold et al. 2018, Nausch 1981).
Große Teile des gebundenen Phosphats werden in saurem Milieu (HCl, HNO3 oder H2SO4) und ggf. unter Zugabe starker Oxidationsmittel (H2O2 oder Persulfat) freigesetzt. Die Verwendung von Aschen anstelle der Trockenmassen verbessert oft die Aufschlussausbeuten. Die dabei stattfindende Umwandlung von Fe-Oxiden wie z. B. Goethit und Ausflockung während der Neutralisation erschwert jedoch u. a. die Neutralisation (Farbumschlag nicht sichtbar). Auch andere schwer lösliche anorganische Salze erschweren den P-Nachweis. Phosphationen reagieren in saurer Lösung mit Molybdat zu Molybdänblau. Molybdänblau wird photometrisch quantifiziert. Die mit Phosphat unlösliche Verbindungen eingehenden Metallionen (Eisen, Calcium und Aluminium) können aus demselben Sedimentaufschluss bestimmt werden.
Hohe Phosphatkonzentrationen verstärken Eutrophierungsprozesse, weil in den häufig dann anoxischen Sedimenten viel Phosphat mobil ist und auch in die Wassersäule zurückgelangen kann. TP im Sediment ist der grundlegende Parameter, der die Gesamtbelastung mit Phosphor anzeigt. Allerdings kann man kaum Rückschlüsse über dessen Verfügbarkeit für das Phytoplankton ziehen.
Notwendige zu erhebende Sedimentparameter:
► Wassergehalt und Glühverlust der Sedimentproben ermitteln!
► Für einen Flächen- oder Volumenbezug wird auch die Trockenraumdichte gebraucht. Alternativ kann aus einer Korrelation zwischen Wassergehalt und Trockenraumdichte letztere abgeschätzt werden (Berthold et al. 2018).
Protokoll
Probenvorbereitung:
► Sedimente und Böden < 2 mm sieben und diese < 2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden.
► Mahlen: Die Reproduzierbarkeit wird dadurch besser (geringere Standardabweichung). Allerdings wird das Ergebnis der Elementverfügbarkeit für Böden und Sedimente beeinflusst. Die Empfehlungen zu den Mühlen, der Mahlzeit, dem Energieeintrag sind äußerst vielfältig und müssen den Proben angepasst werden.
► Veraschen: Der Vorteil besteht in der besseren Zugänglichkeit der organisch gebundenen Phosphate (organische Verbindungen sind verbrannt). Allerdings formen sich auch anorganische Bestandteile um. Sind Fe-Oxide in höheren Konzentrationen vorhanden, können diese, vor allem gelb-braun gefärbten, Fe-Oxide wie z. B. Goethit und Ferrihydrit durch die Temperaturen um 500 °C in Hämatit umgewandelt werden, was dann durch eine intensive Rotfärbung der veraschten Sedimente sichtbar wird (Derie et al. 1976, Prasad et al. 2006). Fest gebundene Salze, z. B. Ca3(PO4)2, bleiben ebenfalls weitgehend unzugänglich.
Durchführung:
► Pro Sedimentprobe 4 Replikate ansetzen. Restliche Asche rückstellen, bis die Ergebnisse vorliegen.
► Ca. 50 mg (Schlick) bis 100 mg (Sand bzw. mineralisch) der Asche (550 °C, 4 h) in Erlenmeyerkolben mit Schliffstopfen einwiegen.
► Wägeschälchen oder kleine Stücke Aluminiumfolie nutzen: Tara.
► ca. 50 bis 100 mg Asche einfüllen und in 100 ml Erlenmeyerkolben überführen.
► Wenn nötig, verbleibenden Staub auf dem Schälchen auswiegen. Masse von der Einwaage abziehen. Korrigierte Einwaage notieren!
► Wägeschälchen auswischen. Tara.
► 25 ml 1N HCl und Siedesteine zugeben
► mit wassergefüllten Kühlbirnen (Abb. 4.3.1-1) abgedeckt 15 min auf einer Heizplatte kochen 
► mit Reinstwasser auf 50 ml in Maßkolben auffüllen,
► nach Abkühlen Probe durch Glasfaserfilter filtrieren (Details s. u.),
► In ein 50 ml Zentrifugenröhrchen oder 50 ml Erlenmeyerkolben 15 ml Proben geben und Phosphatnachweis „probieren“ (0,15 ml saure Ascorbinsäure + 0,3 ml Molybdatmischreagenz).
Aufarbeitung/Neutralisation:
Die Proben müssen nicht neutralisiert werden, wenn sie nicht filtriert werden müssen (fein gemahlenes Material), sofort manuell gemessen (nicht im Continuous Flow Analyser) und auch keine Rückstellproben in PE-Tubes aufbewahrt werden (s. u.).
► ohne Neutralisation:
► Lösung komplett in einen 50 ml Maßkolben überführen und mit Reinstwasser bis zum Eichstrich auffüllen.
►mit Neutralisation (unter dem Abzug arbeiten):
► Sollen die Proben am CFA Autoanalyser gemessen oder in Plastikgefäßen aufbewahrt werden (auch nur kurze Zeit), muss die Probe pH neutral sein. Diese Proben können auch längere Zeit lagern.
► Für die Neutralisation die Proben abkühlen lassen, aber spätestens nach 2 h weiterbearbeiten.
► Probenlösung komplett in einen 50 oder 100 ml Maßkolben über-führen und mit einigen ml Reinstwasser nachspülen.
► 3 bis 5 Tropfen Nitrophenollösung zugeben, tropfenweise so viel 1 N NaOH zugeben (max. 4 ml), bis die Lösung leicht gelb wird und auch nach gründlichem Umschütteln gelb bleibt.
ACHTUNG: Bei hohen Fe-Konzentrationen (Probe rot verfärbt nach Veraschung) kann Fe als gelbliche Flocken bei NaOH-Zugabe ausflocken; daher bei HCl-Zugabe das Auflösen der Flocken sicherstellen!
► Mit 1 N HCl aus einer Bürette pH bis zum Farbumschlag nach farblos titrieren.
► Bis zum Eichstrich auffüllen.
► mit Filtration:
► Zum Schutz der Fitrationsapparate nur mit neutralisierten Proben!
► Sollten viele Sedimentpartikel in Suspension bleiben, sind die Trübungsblindwerte zu hoch und zu variabel. Probe durch Glas-faserfilter filtrieren. VORSICHT: Flüssigkeit stark ätzend!
► Für den CFA auf jeden Fall filtrieren.
► Gut geeignet sind Mehrfachfiltrationsgestelle, die das Filtrat in 50 ml PE-Zentrifugenröhrchen befördern (Abb. 4.3.1-2).
Proben mit sehr hohem Eisengehalt (sichtbar durch Rotfärbung nach Veraschung) können die Titration und folgende P-Bestimmung durch die Bildung von Fe-Flocken bei der Zugabe von Ammoniak stören (siehe auch Kapitel 4.4.1). Normalerweise lösen sich die Flocken bei HCl-Zugabe wieder auf; dies ist aber genau zu beobachten. Anderenfalls können die Flocken bei der photometrischen P-Bestimmung eine unerwünschte Trübung verursachen oder sogar P binden und durch Absedimentieren der nun P-haltigen Flocken diese der Lösung und damit der Messung entziehen.
Weiterverarbeitung:
► für photometrische P-Bestimmung mittels CFA: 2 x 20 ml Vials füllen und einfrieren. Rest verwerfen.
► Für manuelle photometrische P-Bestimmung: 50 ml Probenlösung in Plastikzentrifugenröhrchen abfüllen.
► Danach 15 ml entnehmen (ohne Schütteln, Partikel konnten absinken), in 25 ml Erlenmeyerkolben überführen und wie bei der Phosphat-bestimmung mit Molybdänblau weiterarbeiten (+ 0,15 ml Ascorbinsäure + 0,3 ml Molybdatmischreagenz, sh. Kapitel 5.2.3).
Ab Extinktionen von 0,8 in einer 5 cm Küvette, abreagierte Probe verwerfen und mit verdünnter Probe neu beginnen! Erfahrungsgemäße Verdünnung für veraschte Sedimentproben:
► Extinktionen um 0,8: mit 1 Teil Probe (5 ml) und 2 Teilen (10 ml) Reinstwasser neu ansetzen (5 ml Eppendorfpipette, 1:3),
► ab Extinktionen von 1: mit 1 Teil Probe (3 ml) und 4 Teile Wasser (4 mal 3 ml) arbeiten (1:5),
► ab Extinktionen > 1,5: es kann 1+9 verdünnt werden (1,5 ml Probe + 9 mal 1,5 ml Wasser, 1:10).
Berechnung:
► Ergebnis der photometrischen Messung um alle Verdünnungen korrigieren, z. B. 10 ml Wasser nach Neutralisation auf 50 ml = x 5; und weitere Verdünnung vor der Messung, z. B. 5 ml + 10 ml = x 3
► Kalibrierfaktor aus der Phosphatmessung übernehmen.
Hinweise zur Qualitätssicherung für den sauren Persulfataufschluss:
► Je Aufschlussserie 2 bis 5 Blindwerte mitführen. Diese kontrollieren auch Einflüsse der Lagerung insbesondere der sauren Proben.
► 2 externe 10 µM Diphenylphosphat-Standards (Ausbeute) und ggf. zusätzliche Glucose-6-Phosphat-Standards (Prüfung aller Verdünnungsschritte) mit aufschließen: 10 ml Standardlösung in Erlenmeyerkolben ohne Sediment füllen. Ebenfalls mit HCl versetzen.
► Werden höhere Gesamtverdünnungen bei sehr hohen P-Konzen-trationen in der Asche eingeplant und kann die Einwaage nicht weiter verringert werden (Genauigkeit der Waage, bei Überführen usw.), sollten die Standards genauso verdünnt werden. Damit diese jedoch nicht in die Nähe der Bestimmungsgrenze rücken, müssen höher konzentrierte Standards (20 oder 50 µM) eingesetzt werden.
► Mindestens einen Sediment- oder Bodenstandard mitführen (P-Campus, laboreigen oder zertifiziert, z. B. NIST).
Weitere Hinweise zur Qualitätssicherung siehe Kapitel 6
Chemikalien:
► Reinstwasser soll entionisiertes silikatfreies Wasser sein. Molybdat reagiert auch mit Silikat (aus bestimmten Gläsern oder Ionenaustauschern). Die Messbedingungen unterdrücken natürliche (geringe) Silikatkonzentrationen.
► 1 N HCl: 83 ml 37 % HCl zu ca. 750 ml Reinstwasser in einem 1 Liter Maßkolben geben. Nach Abkühlen auf 1 l auffüllen.
Referenzen
Andersen, JM (1976) An ignition method for determination of total phosphorus in lake sediments. Wat. Res. 16, 119-126, DOI: 10.1016/0043-1354(76)90175-5
Berthold M, Zimmer D, Reiff V, Schumann R (2018) Phosphorus contents re-visited after 40 years in muddy and sandy sediments of a temperate lagoon system. Front Mar Sci 5: Article 305, DOI: 10.3389/fmars.2018.00305
Berthold M, Zimmer D, Schumann R (2015) A simplified method for total phosphorus digestion with potassium persulphate at sub-boiling temperatures in different environmental samples. RMB 25: 7–25
Nausch, G (1981) Die Sedimente der Darß- Zingster Boddengewässer- Zustandsanalyse und Stellung im Phosphorkreislauf. Dissertation, Universität Rostock.
For citation: Schumann R, Berthold M, Zimmer D (year of download) Kapitel 4.3.1 HCl-Aufschlüsse: Sedimentaschen (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Folgt in Kürze
Dana Zimmer, Sebastian Marcus Strauch, Rhena Schumann
Alle Arbeiten finden unter dem Abzug statt! Prüfen, ob der vorhandene Abzug für HClO4 geeignet ist!
Tag 1: Vorbereitung und HClO4-Aufschluss
► Schutzkleidung anlegen (Handschuhe, Schürze, Brille).
► 250 mg getrocknete Fischprobe in Teflongefäße einwiegen (Heinrichs et al. 1986)
► Um die organische Substanz zu oxidieren, werden 3 ml konz. HNO3 zugegeben und die Proben für 1 h auf einer Heizplatte bei 60°C behandelt
► Anschließend werden 3 ml konz. HClO4 zugegeben und die Teflongefäße verschlossen
► Die Gefäße werden für 12 h auf 185°C im Ofen erhitzt
Tag 2: Quantitative Überführung zur Elementbestimmung
► Danach werden die Gefäße vorsichtig geöffnet und
► die Säuren bei 185 °C auf der Heizplatte verdunstet bis die Proben fast trocken sind
► Die Proben werden dann 3 Mal mit 2 ml 1 + 1 HCl abgeraucht
► Zu den Proben werden 5 ml 2 vol. % HNO3 gegeben und für 1 h bei 60°C behandelt.
► Nach dem Abkühlen, wird die Probe in ein 50 ml Zentrifugenrörchen überführt und
► Mit 2 vol. % HNO3 aus dem Teflongefäß gespült und im Zentrifugenröhrchen mit 2 vol. % HNO3 zu 50 ml aufgefüllt
► Die Elementbestimmung erfolgte am ICP-OES am IOW (iCAP 7400 Duo, Thermo Fisher Scientific)
Referenz
Heinrichs, H, Brumsack, HJ, Loftfield, N, König, N (1986) Verbessertes Druckaufschlußsystem für biologische und anorganische Materialien. J Plant Nutr Soil Sci 149, 350-353, DOI: 10.1002/jpln.19861490313
For citation: Zimmer D, Strauch SM, Schumann R (year of download) Kapitel 4.3.3 Aufschluss mit HClO4: Fischfleisch und Fischknochen (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Dana Zimmer, Rhena Schumann
Sind in Boden- und Sedimentproben erhöhte Eisenkonzentrationen vorhanden, färbt sich bei Veraschung die Probe rot, da zwischen 500 und 600 °C der vorhandene gelblich-bräunliche Ferrihydrite bzw. Goethit dehydriert und in roten Hämatit umgewandelt wird (Derie et al. 1976, Prasad et al. 2006, Schwertmann 1959). Wird nach Probenaufschluss mit saurem Persulfat bzw. HCl die Probe erst mit Ammoniak alkalisiert (Farbumschlag des Nitrophenols von farblos zu gelb) (anschließend mit HCl wieder neutralisiert; Farbumschlag zu farblos), so fällt bei Zugabe von Ammoniak das Eisen als gelbliche Flocken (wahrscheinlich Ferrihydrit) aus (Abb. 4.4.1, Schwertmann et al. 2000, S. 73 ff.). Diese Flocken lösen sich bei Zugabe von HCl wieder auf. Die Probenextrakte sind nach Erreichen des Umschlagpunktes (Farbumschlag von gelb zu farblos) auf mögliche vorhandene kleine Flocken zu kontrollieren, ggf. sind noch 1 oder 2 Tropfen HCl hinzuzufügen, um die Flocken vollständig aufzulösen. Es ist sicherzustellen, dass keine Flocken vorhanden sind, da das Eisen stark den Phosphor sorbiert und somit durch Ausfällung und Sedimentation der Flocken die Phosphatkonzentration der Lösung bei photometrischer Messung unterschätzt würde bzw. derartige Flocken das Schlauchsystem eines ICP-OES verstopfen würden.
Abb. 4.4.1-1 Ausfällung des Ferrihydrits nach dem Aufschluss einer eisenhaltigen Probe
Referenzen
Derie R, Ghodsi M, Calvo-Roche C (1976) DTA study of the dehydration of synthetic goethite αFeOOH. J Thermal Anal 9: 435-440, DOI: 10.1007/BF01909409
Prasad, PSR, Shiva Prasadad, K, Krishna Chaitanya, V, Babua EVSSK, Sreedhar, B, Ramana Murthy, S (2006) In situ FTIR study on the dehydration of natural goethite. J Asian Earth Sci 27, 503-511, DOI: 10.1016/j.jseaes.2005.05.005
Schwertmann, U (1959) Die fraktionierte Extraktion der freien Eisenoxyde in Boden, ihre mineralogischen Formen und ihre Entstehungsweisen. J Plant Nutr Soil Sci 84, 194-204, DOI: 10.1002/jpln.19590840131
Schwertmann U, Cornell R M (2000) Pure Goethite from Fe III Systems. In Schwertmann and Cornell Iron Oxides in the Laboratory. Wiley VCH 2. Auflage, Weinheim, DOI: 10.1002/9783527613229.ch05
For citation: Zimmer D, Schumann R (year of download) Kapitel 4.4.1 bei erhöhten Eisenkonzentrationen (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Folgt in Kürze
Dana Zimmer, Karen Baumann
Wie in Kapitel "1.1.1 P-Bindungsformen in Böden" genauer dargelegt, liegt Phosphor im Boden zwar in der Regel als Phosphat, aber in ganz unterschiedlichen organischen und anorganischen Verbindungen vor. Anorganische Phosphate können z. B. in Orthophosphate, Pyrophosphate und Polyphosphate und organische Phosphate z. B. in Orthophosphatmonoester, Orthophosphatdiester und Phosphonate eingeteilt werden (Cade-Menun und Liu 2013, Turner et al. 2005). Diese unterschiedlichen P-Verbindungen können an Bodenminerale wie z. B. Fe- und Al(hydr)oxide oder Tonminerale sowie organo-mineralischen Komplexen gebunden sein. Die Art der P-Verbindung und ihre Bindung an die Bodenmatrix beeinflusst die Umsetzbarkeit und Bioverfügbarkeit der P-Verbindung für Bodenorganismen und Pflanzen. Verschiedene nasschemische Methoden wie die sequentielle P-Fraktionierung oder der DL-Extrakt werden genutzt, um die P-Bindungsformen und ihre Bioverfügbarkeit z. B. mit Blick auf die Pflanzenernährung oder auch die P-Auswaschung in Gewässer abzuschätzen. Generell wird unterstellt, dass die genutzten Extraktionsmittel bestimmte Zielverbindungen attackieren und so eine Abschätzung der Bindungsform und Bioverfügbarkeit erlauben. Es ist aber zu beachten, dass, im Gegensatz zu spektroskopischen Methoden wie der 31P-NMR, alle nasschemischen Extraktionen nur operationell definiert sind, sie neben den Zielverbindungen also auch noch andere Bindungsformen extrahieren bzw. die Zielverbindungen nur unvollständig in den Extrakt überführen und es durch das Extraktionsmittel selbst zu Veränderungen der Bindungsformen kommen kann (z. B. Bacon und Davidson 2008). Dieses ist insbesondere bei der Benennung und Interpretation der Extrakte zu beachten.
Bei etlichen (sequentiellen) Extraktionen wird/kann die P-Konzentration im Extrakt mittels ICP-OES (oder MS) und/oder photometrisch, z. B. mittels Molybdänblau (MB), bestimmt werden. Wird P in einem Extrakt mit beiden Methoden bestimmt, wird die P-Konzentration mittels ICP-OES (Kapitel 5.1) als Total-P (Pt) und die mittels MB als anorganische P (Pi) und die Differenz aus beiden als organisches P (Po) im Extrakt interpretiert. Es ist allerdings davon abzuraten, diese Bestimmung so 1 zu 1 zu interpretieren, da durch das saure Milieu des MB-Reagenzes ein unbekannter Anteil des labilen organischen P zu Phosphat umgewandelt werden und somit der Anteil von Pi über- und der von Po unterschätzt werden. Alternativ liegen unbekannte Anteile von nicht-reaktiven anorganischen P vor, welches zu einer Unterschätzung des Pi und Überschätzung des Po führt (z. B. Cade-Menun und Liu 2013, Condron und Newman 2011). Aus diesem Grund ist die Bezeichnung Molybdat-reaktives P und nicht-reaktives P die bessere Bezeichnung (Haygarth und Sharpley 2000, Felgentreu et al. 2018).
Dana Zimmer, Karen Baumann
Prinzip und Eignung der sequentiellen P-Fraktionierung
Im Boden ist Phosphor an unterschiedliche Bodenbestandteile gebunden und damit auch unterschiedlich mobilisierbar und bioverfügbar. Es gibt im P-Pool des Bodens verschiedene anorganische und organische P-Fraktionen, die aus Sicht der P-Pflanzenverfügbarkeit als labile, moderat labile, relative unlösliche und stabile (langfristig verfügbar) P-Pools angesehen werden können. Um diese P-Formen zu unterscheiden, wurden verschiedene Fraktionierungsmethoden entwickelt. Die meisten sequentiellen P-Fraktionierungen extrahieren zuerst eine "schwach gebundene" Fraktion mit einer Salzlösung (z. B. NH4Cl), gefolgt von einer Extraktion von Fe- und Al-gebundenem P mit einem alkalischen Extraktionsmittel (z. B. NaOH) und zuletzt einer sauren Extraktion (z. B. HCl), um Ca-gebundenes P zu extrahieren (Condron and Newman, 2011). Außerdem wird in den einzelnen Fraktionen z. T. zwischen organischem und anorganischem P mittels P-Bestimmung über Molybdänblau (MB) und ICP-OES/-MS unterschieden. Wird P in den Extrakten mit beiden Methoden bestimmt, wird die P-Konzentration mittels ICP-OES bzw. -MS als Total-P (Pt) und die mittels MB als anorganische P (Pi) und die Differenz aus beiden als organisches P (Po) interpretiert. Da durch das saure Milieu des MB-Reagenzes ein unbekannter Anteil des labilen organischen Ps zu Phosphat umgewandelt werden und somit der Anteil von Pi überschätzt werden oder alternativ unbekannte Anteile von nicht-reaktivem anorganischen P vorliegen, welches zu einer Unterschätzung des Pi führt (z. B. Cade-Menun und Liu 2013, Condron und Newman 2011), ist die Bezeichnung Molybdat-reaktives P und nicht-reaktives P die bessere Bezeichnung (Haygarth und Sharpley 2000, Felgentreu et al. 2018).
Eine der häufigsten sequentiellen P-Fraktionierungen ist die Fraktionierung nach Hedley et al. (1982) bzw. Thiessen and Moir (1993) (Alamgir and Marschner 2013 a, b). Die modifizierte Hedley-Fraktionierung, wie sie in den AGs Pflanzenbau und Bodenkunde der AUF (Uni Rostock) durchgeführt wird, umfasst nacheinander folgende Extraktionsschritte (F1) Wasser-Anionenharz, (F2) NaHCO3, (F3) NaOH und (F4) HCl oder H2SO4.
Hinweis:
► Diese P-Fraktionierung wird normalerweise für landwirtschaftlich genutzte Böden angewandt, ist aber generell für terrestrische Mineralböden geeignet. Wird sie für semiterrestrische (z. B. Gleye), semisubhydrische (z. B. Watt) und subhydrische (z. B. Gyttja) Böden, Moore, marine Sedimente oder Substrate wie Güllen angewandt, sind die Ergebnisse mit noch größerer Vorsicht zu interpretieren, da in diesen Substraten stark von den terrestrischen Böden abweichende pH- und Eh-Werte (siehe Kapitel 2.3) sowie Bindungspartner für P (z. B. Konzentration organischer Substanz) vorliegen können.
Interpretation der Ergebnisse
In dieser sequentiellen P-Fraktionierung können die Fraktionen generell wie folgt interpretiert werden, wobei zu beachten ist, dass, wie bei allen sequentiellen Fraktionierungen, die Fraktionen operationell definiert sind und nicht zu 100 % den Interpretationen entsprechen (Bacon and Davidson 2008).
► F2: NaHCO3-P (labiles P), leicht mineralisierbares, pflanzenverfügbares P (simuliert Wurzelatmung: Bildung von HCO3- aus CO2 -Abgabe)
► F3: NaOH-P ist moderat labiles P und damit mittel- oder längerfristig verfügbar, NaOH-P gilt als an Al-Fe- oder Huminstoffe gebundenes P
► F4: H2SO4-P: in Ca bzw. Carbonat gebundenes P
Am ICP-OES wird Gesamt-P im jeweiligen Extrakt gemessen, während mit der MB-Methode das reaktive Phosphat-P und damit annähernd der anorganische P-Anteil (Pi) im Extrakt erfasst werden kann. Die Differenz zwischen beiden Messungen ergibt ungefähr den organischen P-Anteil (Po). Es ist zu beachten, dass bereits durch die Verwendung von HCl und H2SO4 in Zuge der Extraktion Teile von organischen P-Verbindungen in freies Phosphat-P umgewandelt werden können. Daher sollten generell, anstatt Pi und Po, die Bezeichnungen Molybdat-reaktives P und nicht-reaktives P verwendet werden (Cade-Menun and Liu 2013, Haygarth and Sharpley, 2000).
Die photometrische P-Bestimmung bei der Molybdän-Blau Methode ist nur an farblosen, ungetrübten Extrakten möglich! Insbesondere in Bodenproben mit hohen Konzentrationen an organischer Substanz (z. B. Torfe) sind die Extrakte häufig dunkel gefärbt (insbesondere der NaOH-Extrakt); damit ist die P-Bestimmung mit MB nicht sinnvoll. Es kann versucht werden, die Extrakte entsprechend zu verdünnen, sodass sich die Extrakte entsprechend aufhellen.
Protokoll für die sequentielle P-Fraktionierung
Benötigtes Material und Chemikalien für 24 Proben + 2 Blindwerte + Lösungen für ICP-OES Standards
► Es sind ausreichend Lösungen für die Extraktionen selbst sowie das Ansetzen der Standards für die ICP und ggf. MB-Messung herzustellen.
► Werden mehrere Durchgänge der sequentiellen P-Fraktionierung oder eine höhere Probenzahl geplant, sollten entsprechend größere Chemikalienmengen angesetzt werden, um für alle Extrakte sowie für die Standards für die Kalibriergeraden die gleichen Lösungen zu nutzen.
Präparation der Harzstreifen
► 2 L 0,5 M NaHCO3 herstellen und in zwei 1-Liter-Bechergläser füllen
► Harzstreifen für 1 h in erstes Becherglas geben, mit Pinzette für 1 h in zweites Becherglas überführen
► Harzstreifen 3 Mal waschen, indem sie in Bechergläser mit RW gelegt werden (mit Pinzette bewegen, Pinzette vor Benutzung in RW einlegen)
► Lagerung in Reinstwasser (RW) im Kühlschrank (24 h vor Nutzung, nach Vorbereitung mit HCO3-)
Ansatz der Chemikalien
2 Liter 1 M HCl (Waschung der Harzstreifen) für F1
► 2 Liter-Kolben bis auf ca. 1,7 L mit RW füllen, 166 ml 37 % HCl zugeben
► nach Abkühlen mit RW auf 2 Liter auffüllen
5 Liter 0,5 M NaHCO3 (pH 8,5) für F2
► 210 g NaHCO3 in 5-L-Kolben geben und mit RW auf ca. 4 Liter auffüllen
► pH-Wert mit 1 M NaOH einstellen (ungefähr 50 bis 100 ml nötig)
► mit RW auf 5 Liter auffüllen
1 Liter 1 M NaOH für pH-Einstellung
► 1-Liter-Kolben mit ca. 700 ml RW füllen, 40 g NaOH-Pellets dazu geben, mit RW unvollständig auffüllen
► abkühlen lassen, auf 1 Liter mit RW auffüllen
3 Liter 0,1 M NaOH für F3: 1 Liter + 2 Liter ansetzen (wenn kein 3-Liter-Kolben vorhanden)
► 1-Liter-Kolben bis auf ca. 700 ml mit RW füllen, 4 g NaOH-Pellets zugeben, nach Abkühlen auf 1 Liter mit RW auffüllen
► 2 Liter-Kolben bis auf ca. 1.5 L mit RW füllen, 8 g NaOH-Pellets zugeben, nach Abkühlen auf 2 Liter mit RW auffüllen
3 Liter 1 M H2SO4 für F4: 1 Liter + 2 Liter ansetzen (wenn kein 3-Liter-Kolben vorhanden)
► 1-Liter-Kolben mit ca. 700 ml RW füllen und 55 ml H2SO4 (95-97 %) zugeben
► Am nächsten Tag nach Abkühlen auf 1 L mit RW auffüllen
► 2-Liter-Kolben mit ca. 1.5 Liter RW füllen und 110 ml H2SO4 (95-97 %) zugeben,
► Am nächsten Tag nach Abkühlen auf 2 L mit RW auffüllen
Probenvorbereitung:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4 und 3.1)
► Bodenproben <2 mm sieben und die <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen bestimmen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2)
► Es muss am Montag mit der sequentiellen Extraktion gestartet werden, damit die vierte Fraktion am Freitag fertig ist
► Die Probeneinwaage kann auch in der Vorwoche erfolgen.
► Anionenaustauscherharz vorbereiten (siehe oben: Präparation der Harzstreifen)
Durchführung:
► 0,5 g Feinboden in 50 ml Zentrifugenröhrchen einwiegen
► Für F1: 30 ml Reinstwasser und einen Streifen Anionenaustauscher-harz zugeben, 18 Stunden über Kopf schütteln (Start ca. 14.00 Uhr)
► Harzstreifen mit einer Pinzette entfernen, anhaftende Bodenpartikel mit Reinstwasser (RW; Spritzflasche) zurück in Zentrifugenröhrchen spülen
► P von Harzstreifen mit max. 45 ml 1 M HCl über Trichter mit Filter (P-frei) in 50 ml Maßkolben waschen
► Harzstreifen in Bechergläser mit RW legen, später in den Kühlschrank stellen
► Maßkolben mit 1 M HCl auf 50 ml auffüllen (F1)
► Aliquote in ICP-Gefäße abfüllen ((1.) Bestimmung Pt am ICP und wen nötig (2.) Pi photometrisch, Differenz = Po)
► Für F2: 30 ml 0,5 M NaHCO3 zur Bodenprobe geben, kurz durch-mischen und für 18 h über Kopf schütteln (Start ca. 14.00 Uhr)
► Bei 2500 x g für 20 min zentrifugieren
► Überstand in 100 ml Maßkolben filtrieren (Trichter + Filter)
► Zum Waschen erneut 30 ml 0,5 M NaHCO3 zur Bodenprobe zugeben, per Hand durchmischen und bei 2500 x g für 20 min zentrifugieren
► Überstand ebenfalls in den Maßkolben geben (Filtrate vereinen) und mit 0,5 M NaHCO3 auf 100 ml auffüllen, gut schütteln
► Erlmeyerkolben zur Ausgasung über Nacht unter dem Abzug stehen lassen und am nächsten Tag 9 ml RW zur Probe (für ICP-Messung) in den Erlmeyerkolben geben (labiles Pt am ICP)
► wenn nötig, labiles Pi photometrisch (zweites Röhrchen) mit MB bestimmen, Differenz zu Pt = Po); zu dieser Probe keine Zerstörung mit HCl vornehmen
► Für F3: 30 ml 0,1 M NaOH zur Bodenprobe ins Zentrifugenröhrchen geben, für 18 h über Kopf schütteln (Start ca. 14.00 Uhr)
► bei 2500 x g für 20 min zentrifugieren
► Überstand in 100 ml Maßkolben filtrieren
► Zum Waschen erneut 30 ml 0,1 M NaOH zur Bodenprobe geben, per Hand durchmischen und erneut bei 2500 x g für 20 min zentrifugieren
► Überstand ebenfalls in den Maßkolben filtrieren und mit 0,1 M NaOH auf 100 ml auffüllen (F3)
► Aliquote in ICP-Gefäße abfüllen ((1.) Bestimmung Pt in NaOH am ICP und wen nötig (2.) Pi photometrisch, Differenz = Po)
► Für F4: unter dem Abzug 30 ml 1 M H2SO4 zur Bodenprobe ins Zentrifugenröhrchen geben, 18 h über Kopf schütteln (Start ca.14.00 Uhr)
► Extrakt in 100 ml Kolben filtrieren. Da H2SO4-Dämpfe die Zentrifuge verätzt, nicht zentrifugieren!
► Kolben mit 1 M H2SO4 auf 100 ml auffüllen (F4)
► Aliquote in ICP-Gefäße abfüllen ((1.) Bestimmung Pt in H2SO4 am ICP und wen nötig (2.) Pi photometrisch, Differenz = Po)
Hinweise:
► Die Laugen und die Säuren sind unter dem Abzug anzusetzen!
► Insbesondere für das Arbeiten mit H2SO4 ist auf die entsprechende Schutzkleidung zu achten.
Die sequentielle P-Fraktionierung wird in den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau (beide Agar- und Umweltwissenschaftliche Fakultät der Universität Rostock) durchgeführt.
Referenzen
Bacon JR, Davidson CM (2008) Is there a future for sequential chemical extraction? Analyst, 133, 25–46, DOI: 10.1039/b711896a
Cade-Menun B and Liu CW (2013) Solution Phosphorus-31 Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy of soils from 2005 to 2013: A review of sample preparation and experimental parameters. Soil Sci. Soc. Am. J. 78, 19–37, DOI: 10.2136/sssaj2013.05.0187dgs
Condron LM, Newman S (2011) Revisiting the fundamentals of phosphorus fractionation of sediments and soils. J Soils Sediments 11, 830–840, DOI: 10.1007/s11368-011-0363-2
Felgentreu L, Nausch G, Bitschowsky F, Nausch M, Schulz-Bull D (2018) Colorimetric chemical differentiation and detection of phosphorus in eutrophic and high particulate waters: advantages of a new monitoring approach. Frontiers in Marine Science 5, article 212, DOI: 10.3389/fmars.2018.00212
Haygarth PM, Sharpley AN (2000) Terminology for phosphorus transfer. Environ. Qual. 29, 10–1, DOI: 10.2134/jeq2000.00472425002900010002x
Turner BL, Cade-Menun BJ, Condron LM, Newman S (2005) Extraction of soil organic phosphorus. Talanta 66: 294–306, DOI: 10.1016/j.talanta.2004.11.012
For citation: Zimmer D, Baumann K (year of download) Kapitel 4.5.1 Sequentielle P-Fraktionierung von Bodenproben (Version 1.0) in Zimmer D, Baumann K, Berthold M, Schumann R: Handbuch zur Auswahl der Aufschluss- und Bestimmungsverfahren für Gesamtphosphor in Umweltproben. DOI: 10.12754/misc-2018-0001
Dana Zimmer, Karen Baumann
Im Boden ist Phosphor an unterschiedliche Bodenbestandteile gebunden und nur ein geringer Anteil ist in der Bodenlösung gelöst. Damit ist in unterschiedlichen Böden P auch unterschiedlich mobilisierbar und bioverfügbar. Der Anteil von bio- oder pflanzenverfügbarem P hängt also nicht allein davon ab, wie hoch die P-Konzentration im Boden ist, sondern auch wie P von den Bodenpartikeln in die Bodenlösung nachgeliefert wird und so den Pflanzen überhaupt erst zur Verfügung steht (Abdu 2006, Zheng und Zhang 2012). Insbesondere der im Laufe einer Vegetationsperiode zur Verfügung stehende Anteil von Nährelementen wie P ist für die landwirtschaftlichen Nutzpflanzen und ihrer bedarfsgerechten Düngung von Bedeutung. Daher muss also bei der Bestimmung des potentiell bio- oder pflanzenverfügbaren P nicht nur die aktuelle P-Konzentration in der Bodenlösung, sondern auch die P-Löslichkeit oder P-Nachlieferung aus der Bodenfestphase berücksichtigt werden (z. B. Abdu 2006, Zheng und Zhang 2012). Um den Düngebedarf für die wichtigsten Nährelemente wie P, K und Mg einzuschätzen, wurden seit der ersten Hälfte des 20. Jahrhunderts unterschiedliche Extraktionsmethoden entwickelt; später sind dann sogenannte Ion-sink-Methoden dazugekommen. Die Methoden zur Bewertung des bio- oder pflanzenverfügbaren P versuchen die Bedingungen um die Pflanzenwurzeln nachzubilden (z. B. die Abgabe von niedermolekularen organischen Säuren durch die Pflanzenwurzel). Generell wird zwischen den chemischen Extraktionen und den Ion-sink-Methoden unterschieden. Alle diese Methoden haben ihre speziellen Vor- und Nachteile. Insbesondere die chemischen Extrakte wurden oft für spezielle Böden mit speziellen Eigenschaften entwickelt, auf denen sie auch sehr effektiv nutzbar sind; aber für andere Böden können sie dann nur eingeschränkt genutzt werden (Abdu 2006). Hier spielen insbesondere der pH-Wert und die Konzentration von Carbonat eine Rolle (z. B. Schüller 1969, Zheng und Zhang 2012). Der Vorteil der Ion-sink Methoden liegt in ihrer universellen Einsetzbarkeit, da sie weitestgehend unabhängig von den Bodeneigenschaften sind und, ähnlich den Pflanzenwurzeln, den P-Entzug nachahmen. Außerdem werden die chemischen Eigenschaften des Bodens nicht verändert und insbesondere die Anionen-Austauscherharze können wiederverwendet werden, ohne ihre Extraktionsfähigkeit zu verlieren (Abdu 2006, Zheng und Zhang 2012).
Im Folgenden werden einige Methoden zur Abschätzung des pflanzenverfügbaren Phosphors vorgestellt.
4.5.2.1 DL und CAL-Extrakt
Prinzip und Eignung der Extrakte
In Deutschland werden in der Landwirtschaft der Doppellactat- (DL) und der Calciumlactat- (CAL) Extrakt durchgeführt, um abzuschätzen, welcher Anteil des Phosphors, Kaliums und Magnesiums potenziell pflanzenverfügbar ist. Somit kann die zu düngende Aufwandmenge abgeschätzt werden. Im Folgenden wird nur auf P eingegangen. In anderen Ländern werden andere Extrakte genutzt (z. B. mit NaHCO3), um den potenziell pflanzenverfügbaren und daraus zu düngenden Phosphor abzuschätzen. Der CAL-Extrakt nach Schüller (1969) wird in Deutschland für kalkhaltige Bodenproben und der DL-Extrakt nach Riehm (1948) für kalkfreie Bodenproben genutzt. Die Vorgaben der Landesuntersuchungs- und Forschungsanstalten (LUFen), ob ein DL- oder CAL-Extrakt in der Landwirtschaft zu verwenden ist, sind abhängig vom Bundesland. Der DL-Extrakt besteht aus einer Calciumlactatlösung mit einem pH-Wert von 3,8. Beim CAL-Extrakt handelt es sich um eine gepufferte Lösung aus Calciumacetat, Calciumlactat und Essigsäure mit einem pH-Wert von 4,1 (VDLUFA 2015).
Der folgende Abschnitt wurde Schüller (1969), van Laak et al. (2018) und VDLUFA (2012) entnommen: Da sich apatitische Phosphate in neutralen bis alkalischen Böden, im Gegensatz zu sauren Böden, nicht oder kaum lösen und so auch kaum eine P-Düngewirkung haben, sollten durch das Extraktionsmittel die Apatite in neuralen bis alkalischen Böden nicht oder nur geringfügig gelöst werden. Sowohl DL als auch CAL lösen Monocalcium- und Dicalciumphosphate. Aufgrund der höheren Ca-Aktivität des CAL-Extrakts, im Gegensatz zum DL-Extrakt, werden aber die schwerlöslichen Ca-Phosphate wie Apatite mit dem CAL-Extrakt nicht gelöst. Daher kann mit dem CAL-Extrakt, im Gegensatz zum DL-Extrakt, auf neutralen und alkalischen Boden eine Überbewertung der P-Verfügbarkeit vermieden werden. Auf sauren Böden kann der CAL-Extrakt bei Vorliegen von apatitischen Phosphaten allerdings zu Unterbefunden führen. Aufgrund der höheren Pufferkapazität des CAL-Extrakts im Vergleich zum DL-Extrakt (Anstieg des pH-Werts der Extraktionslösung bei Carbonat-haltigen Bodenproben) kann der CAL-Extrakt für CaCO3-Konzentration von bis zu 8 bzw. bis 15 % genutzt werden. Um DL- und CAL-Extrakte besser vergleichbar zu machen, entwickelten van Laak et al. (2018) pH-abhängige Gleichungen zur Umrechnung der P-Konzentrationen zwischen DL- und CAL-Extrakten.
Interpretation der Ergebnisse
Sowohl für den DL-Extrakt als auch für den CAL-Extrakt sind für die P-Konzentrationen (ebenso Mg und K) sogenannte Gehaltsklassen A (sehr niedriger Gehalt) bis E (sehr hoher Gehalt) definiert (VDLUFA 2015, Tab. 4.5.2-1). Die Richtwerte für die P-Konzentrationen für die Gehaltsklassen können ebenfalls der Tabelle 4.5.2-1 entnommen werden (VDLUFA 2015). Aus diesen Gehaltsklassen werden die Düngeempfehlung abgeleitet. Die konkrete Düngeempfehlung richtet sich nach der Kulturart und dem auf dem jeweiligen Boden möglichen und angestrebten Ertrag. In der VDLUFA-Vorschrift wird die P-Konzentration traditionell mittels Molybdän-blau am Photometer bestimmt. Es ist aber, auch laut VDLUFA (2015), ebenso die P-Bestimmung am ICP-OES möglich (dabei parallel Mg und K), wie sie in der AG Bodenkunde durchgeführt wird. Sie liefert generell vergleichbare Ergebnisse. Es wird vermutet, dass die Bestimmung mittel MB und ICP-OES annähernd gleiche Ergebnisse liefern, weil mit DL bzw. CAL vorwiegend tatsächlich anorganisches Phosphat und kein organisch gebundenes extrahiert wird. Dies sollte aber spezifisch für den zu extrahierenden Boden abgeglichen werden.
Hinweis: Im ökologischen Landbau wird oft die Gehaltsklasse B angestrebt, sodass die Düngeempfehlungen entsprechend niedriger ausfallen.
| Gehaltsklasse | Kurzdefinition für P im Boden |
mg P pro kg Boden | Düngeempfehlung |
| A | sehr niedriger Gehalt |
bis 20 | stark erhöhte Düngung gegenüber der Empfehlung in Gehaltsklasse C |
| B | niedriger Gehalt |
21 bis 44 | erhöhte Düngung gegenüber der Empfehlung in Gehaltsklasse C |
| C | anzustrebender Gehalt |
45 bis 90 | Erhaltungsdüngung in der Regel nach Abfuhr |
| D | hoher Gehalt | 91 bis 150 | verminderte Düngung gegenüber der Empfehlung in Gehaltsklasse C |
| E | sehr hoher Gehalt |
>150 | keine Düngung |
Hinweis aus VDLUA (2015): Im Routinebetrieb haben sich vertikal rotierende Schüttelmaschinen weitgehend durchgesetzt. Die optimale Drehgeschwindigkeit hängt vom Durchmesser des Rotors ab. Boden und Extraktionslösung müssen zuverlässig gemischt, Zentrifugaleffekte durch zu hohe Drehgeschwindigkeiten aber vermieden werden.
Probenvorbereitung für DL- und CAL-Extrakt:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4 und 3.1)
► Bodenproben <2 mm sieben und diese <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen bestimmen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2)
Protokoll für die DL-Extraktion
benötigtes Material und Chemikalien für den DL-Extrakt
DL-Vorratslösung
► 120 g Calciumlactat (C6H10CaO6 5H2O) in einen 1-Liter Maßkolben geben und mit ca. 0,8 L kochendem Reinstwasser (RW) übergießen und umrühren, bis alles gelöst ist.
► Zur noch warmen Lösung 40 ml 10 M HCl geben und nach dem Erkalten mit RW auf 1 L auffüllen.
DL-Gebrauchslösung (täglich frisch herstellen)
► 500 ml der DL-Vorratslösung mit RW auf 10 L auffüllen oder 50 ml auf 1 Liter auffüllen
► Wichtig: pH-Kontrolle 3,6
Durchführung DL-Extraktion:
► Pro Bodenprobe mindesten 3 Replikate und pro 10 Extraktionsproben mindestens 1 Blindwert ansetzen.
► Normalerweise werden 4 g Boden in 250 ml Schüttelflaschen einge-wogen und mit 200 ml DL-Gebrauchslösung versetzt; es können aber auch 0,6 g Boden in 50 ml Zentrifugenröhrchen eingewogen und mit 30 ml Gebrauchslösung versetzt werden; dabei verstärkt auf die Homogenität der Probe zu achten
► 90 min über Kopf schütteln bei ca.20 Umdrehungen pro Minute
► DL-Extrakt durch P-freie Filter in Erlmeyerkolben filtrieren
► Werden keine P-freien Filter genutzt, dann die ersten 10 bis 30 ml des Filtrats verwerfen (Spülen der Filter), dazu die Erlmeyerkolben, die das Filtrat aufgefangen haben, austauschen bzw. die Trichter mit den Filtern nach den ersten ml Filtrat auf neue Erlmeyerkolben setzen und den Rest filtrieren
► Aliquot in ICP-Gefäße überführen und bis zur Messung im Kühl-schrank lagern oder einfrieren (wenn die Extrakte >1 Tag gelagert werden müssen)
► Bestimmung der Elemente K (766,490 nm), Mg (285,213 nm) und P (213,617 und/oder 214,914 nm) am ICP-OES und/oder P photometrisch mit Molybdänblau, siehe unten
Protokoll für die CAL-Extraktion
benötigtes Material und Chemikalien für den CAL-Extrakt
CAL-Vorratslösung
► 77 g Ca-Lactat-Pentahydrat (C6H10CaO6 * 5H2O) in ca. 300 ml kochendem RW und 39,5 g Ca-Acetat (Ca(CH3COO)2 * H2O) (bzw. 35,5 g Ca(CH3COO)2 wasserfrei) in ca. 300 ml RW lösen (ggf. erwärmen)
► Beide Lösungen im 1-Liter Maßkolben vereinigen und mit 89,5 ml Eisessig (konz. Essigsäure) p.a. versetzen
► Mischung mit RW im Maßkolben auf 1 L auffüllen.
CAL-Gebrauchslösung:
► 1 L der Vorratslösung mit RW im Maßkolben auf 5 L auffüllen
(= 0,1 M Ca-Lactat; 0,1 M Ca-Acetat; 0,3 M Essigsäure; pH 4,1)
Durchführung der CAL-Extraktion:
► Pro Probe mindesten 3 Replikate und pro 10 Proben mindestens 1 Blindwert ansetzen.
► Normalerweise werden 5 g Boden in 300 ml Schüttelflaschen einge-wogen und mit 100 ml CAL-Gebrauchslösung versetzt; es können aber auch 1,5 g Boden in 50 ml Zentrifugenröhrchen eingewogen und mit 30 ml Gebrauchslösung versetzt werden; dabei verstärkt auf die Homogenität der Probe achten
► 90 min über Kopf schütteln bei ca. 20 Umdrehungen pro Minute
► CAL-Extrakt durch P-freie Filter in Erlmeyerkolben filtrieren
► Werden keine P-freien Filter genutzt, dann die ersten 10 bis 30 ml des Filtrats verwerfen (Spülen der Filter), dazu die Erlmeyerkolben, die das Filtrat aufgefangen haben, austauschen bzw. die Trichter mit den Filtern nach den ersten ml Filtrat auf neue Erlmeyerkolben setzen und den Rest filtrieren
► Aliquot in ICP-Gefäße o.ä. überführen und bis zur Messung im Kühlschrank lagern oder einfrieren (wenn >1 Tag gelagert werden muss)
► Bestimmung der Elemente K (766,490 nm), Mg (285,213 nm) und P (213,617 und/oder 214,914 nm) am ICP-OES und/oder photometrisch mit Molybdänblau, siehe unten
P-Bestimmung im DL- und CAL-Extrakt mit Molybdänblau (nach Murphy und Riley, 1962)
Die photometrische P-Bestimmung ist nur an farblosen, ungetrübten Extrakten möglich!
Reagenzien:
Für 1 Liter Nachweisreagenz A
► In einen 1-Liter-Maßkolben ca. 500 ml RW geben
► 6 g Ammoniumheptamolybdat (NH4)6Mo7O24 x 4H2O darin lösen
► 74 ml konz. H2SO4 zugeben, etwas abkühlen lassen
► 0,149 g Kaliumantimonoxidtartrat K(SbO)C4H4O6 x 0,5 H2O (KAT) darin lösen
► Da sich das KAT schlecht löst, das KAT zugeben, wenn die Lösung noch warm ist und ggf. ins Ultraschallbad stellen und zwischendurch immer wieder schwenken bis zur vollständigen Lösung.
► Weiteres RW bis etwas unterhalb der Marke zugeben, auf Raumtemperatur abkühlen lassen und auf 1 Liter mit RW auffüllen.
Für 2 Liter Nachweisreagenz A:
Es werden 12 g Ammoniumheptamolybdat, 148 ml konz. H2SO4 und 0,298 g KAT benötigt.
Für 250 ml Nachweisreagenz B:
► 1,32 g Ascorbinsäure in einen 200 ml Maßkolben geben
► Reagenz A zugeben und schwenken, bis sich die Ascorbinsäure gelöst hat
► Auf 200 ml mit Reagenz A auffüllen
Für 500 ml Nachweisreagenz B:
► 2,64 g Ascorbinsäure in einen 500 ml Maßkolben geben
► Reagenz A zugeben und schwenken, bis sich die Ascorbinsäure gelöst hat
► Auf 500 ml mit Reagenz A auffüllen
Hinweis:
Das Reagenz B muss täglich frisch hergestellt werden, da es nicht länger als 24 h haltbar ist. Pro Probe/Standard werden bei einem 25-ml-Maßkolben 4 ml vom Nachweisreagenz B benötigt. Je nach benötigter Menge Nachweisreagenz B müssen die Einwaage der Ascorbinsäure und das Volumen anpasst werden.
Ansatz der Standardreihe für die photometrische P-Bestimmung:
Zielkonzentration für die P-Stammlösung: 10 mg P pro Liter in einen 100-ml-Kolben ansetzen
► Für die Herstellung der Kalibrierstandards (Tab. 4.5.2-2) das entsprechend nötige Volumen der Stammlösung in einen 25 ml oder 50 ml Kolben geben und mit RW maximal bis zur Hälfte auffüllen. (Es werden unterschiedliche Pipettengrößen benötigt!
► 4 ml (im 25-ml-Kolben) bzw. 8 ml (50-ml-Kolben) vom Nachweisreagenz dazugeben
► Auf 25 bzw. 50 ml mit RW auffüllen
► 30 min warten und Extinktionen bei 882 nm messen
► den Standard S0 im Photometer auf "Null" setzten, Herstellerangaben für das Photometer beachten
► Kalibriergerade berechnen
| Standard | Zielkonzentration P in mg l-1 für die Kalibriergerade |
| S0 | 0 |
| S1 | 0,025 |
| S2 | 0,05 |
| S3 | 0,1 |
| S4 | 0,2 |
| S5 | 0,3 |
| S6 | 0,4 |
| S7 | 0,5 |
| S8 | 0,6 |
| S9 | 0,7 |
| S10 | 0,8 |
Hinweis:
Liegen die Extinktionen der meisten Proben unterhalb des Standards S2, so sind zusätzliche Standards zwischen S0 und S2 einzufügen (Tab. 4.5.2-3). Dafür werden entsprechende μl-Pipetten benötigt.
| Standard | Zielkonzentration P in mg l-1 für die Kalibriergerade |
| S0 | 0 |
| A | 0,01 |
| B | 0,02 |
| S1 | 0,025 |
| C | 0,04 |
| S2 | 0,05 |
Photometrische Bestimmung der P-Konzentration in den Proben mit Molybdänblau
► Je 1 bis max. 10 ml (bzw. 0,5 bis max. 5 ml) des Filtrats in 25 ml (bzw. 50 ml) Messkolben pipettieren und anschließend max. bis zur Hälfte mit RW auffüllen
► 4 ml (bzw. 8 ml) Nachweisereagenz zugegeben und auf 25 (bzw. 50 ml) mit RW auffüllen
► Nach einer Reaktionszeit von 30 min bei 882 nm messen, dafür Standard S0 auf Platz "Null" belassen. Angaben des Herstellers des Photometers beachten
► Die Blindwerte werden ebenso wie die Proben gemessen und der Mittelwert der Extinktionswerte der Blindwerte von denen der Proben subtrahiert
► Berechnung der P-Konzentration in den Proben mittels Kalibriergerade
Hinweis:
Die benötigte Probenmenge für das Molybdatreagenz hängt von der DL- bzw. CAL- extrahierbaren P-Konzentration im Boden ab. Für Bodenproben aus Ap-Horizonten mit 2,5 ml Probe aufgefüllt auf 25 ml ausprobieren!
Die DL- und CAL-Extrakte können in den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau (beide AUF, Uni Rostock) durchgeführt werden.
4.5.2.2 NaHCO3-Extrakt
Prinzip und Eignung des Extrakts
Generell besteht im Wasser ein Gleichgewicht zwischen folgenden Spezies:
Wird NaHCO3 zur Bodenlösung gegeben, so zerfällt es im Wasser zu Na+ und HCO3-. Im alkalischen Boden reagiert HCO3- mit dem Ca2+ der Bodenlösung und fällt als CaCO3 aus (Olsen et al. 1954, Soinne 2009). Das Gleichgewicht wird auf die rechte Seite der Gleichung verschoben. Dadurch kann das vorher an Ca gebundene P extrahiert werden. In sauren Böden, in denen P vor allem an Al- und Fe-(hydroxide) gebunden ist, reagiert HCO3- mit den H+ zu H2CO3 und immer weiter zur linken Seite bis zum CO2, welches auch ausperlen kann (CO2(g)) und damit dem Gleichgewicht entzogen wird. Alle Ionen aus der obigen Gleichgewichtsreaktion konkurrieren mit dem P um die Bindungsplätze an den pedogenen Oxiden (Hartikainen, 1981), sodass auch P von diesen in Lösung geht. Aufgrund des Ausperlens des CO2 kann sich kein konstantes Gleichgewicht zwischen den Spezies einstellen. Da sich somit bei der Extraktion kein Gleichgewicht einstellt und die extrahierten P-Konzentrationen dadurch schwanken können, ist für die Vergleichbarkeit auf die exakte Einhaltung von Schütteldauer, -temperatur usw. zu achten (Miller et al. 2002). Der Extrakt nach Olsen et al. (1954) wird beispielsweise in einigen Staaten der USA genutzt, um den pflanzenverfügbaren P-Anteil abzuschätzen (Wuenscher et al. 2015). Er wird bevorzugt für kalkhaltige Böden genutzt, kann aber auch für kalkfreie verwendet werden (Wuenscher et al. 2015).
Protokoll
Probenvorbereitung:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4 und 3.1)
► Bodenproben <2 mm sieben und diese <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2) bestimmen
Ansatz der Chemikalien
1 Liter 0,5 M NaHCO3 (pH 8,5)
► 42 g NaHCO3 in 1-L-Kolben geben und mit RW auf ca. 800 ml auffüllen
► pH-Wert mit 1 M NaOH einstellen (ungefähr 10 bis 20 ml nötig)
► mit RW auf 1 Liter auffüllen
1 Liter 1 M NaOH für pH-Einstellung
► 1-Liter-Kolben mit ca. 700 ml RW füllen, 40 g NaOH-Pellets dazu geben, mit RW unvollständig auffüllen
► Nach vollständiger Auflösung der Pellets und Abkühlung auf Raumtemperatur, auf 1 Liter mit RW auffüllen
Durchführung:
► 1,00 g luftrockenen Boden in 50 ml Zentrifugenröhrchen einwiegen
► 20 ml 0,5 M NaHCO3 Lösung zugeben
► 30 min schütteln
► 10 min bei 3500 x g zentrifugieren
► in Erlenmeyerkolben filtrieren
► evtl. 20 ml abfüllen für photometrische Molybdänblau-Messung (siehe Kapitel zur sequentiellen P-Fraktionierung F2, keine Zerstörung HCO- mit HCl)
► 10 ml Probe für ICP-Messung mit HCl ansäuern (Zerstörung HCO-):
► 10 ml Probe + 1 ml konz. HCl in Erlenmeyerkolben geben, über Nacht stehen lassen (Ausgasen CO2)
► Am nächsten Tag 9 ml RW zugeben (Verdünnungsfaktor: 2)
► Abfüllen für P-Bestimmung am ICP-OES, Wellenlänge: 213,617 nm und/oder 214,914 nm
Diese Extraktion kann in den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau (beide AUF, Uni Rostock) durchgeführt werden.
4.5.2.3 Wasser-Extrakte
Prinzip und Eignung der Extrakte
Wasserextrakte simulieren den durch Regenereignisse potenziell mobilisierbaren P-Pool im Boden. Dieser P-Pool kann gleichzeitig auch als direkt pflanzenverfügbar angesehen werden. Wasserextrakte lassen allerdings weitestgehend die Nachlieferung des labil gebundenen P außer Acht, welches in Lösung geht, sobald das gelöste P durch Pflanzen aufgenommen wurde. Es kann zwischen Kalt- und Heißwasserextrakten unterschieden werden. Mit dem Heißwasserextrakt kann insbesondere neben den interessierenden mineralischen Elementen gleichzeitig auch die leicht mobilisierbare bzw. umsetzbare organische Bodensubstanz (OBS), also auch C und N extrahiert werden (Leinweber et al. 1995).
Probenvorbereitung für die Wasserextrakte:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4 und 3.1) und
► Bodenproben <2 mm sieben und diese <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► Soll naturfeuchter Boden (z. B. Rhizosphärenboden) verwendet werden, sollte zumindest <5 mm gesiebt und Steinchen, Wurzel u. Ä. entfernt werden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen bestimmen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2)
Protokoll Kaltwasserextraktion (Boden + Wasserverhältnis: 1 + 10)
Durchführung:
► 2,00 g lufttrockenen Feinboden (<2 mm) in 50 ml Zentrifugenröhr-chen einwiegen
► 20 ml Reinstwasser zugeben
► Für 60 min über Kopf schütteln
► Bei 3000 x g für 10 min zentrifugieren
► Überstand durch P-freie Filter in 100 ml Erlenmeyerkolben filtrieren
► Mit 20 μl konz. HCl auf pH 2-3 ansäuern, um eine Elementausfällung und mögliche mikrobielle Veränderungen ("verschleimen") zu verhindern
► Bei Ansäuerung sollten die Proben mehrere Tage gut im Kühlschrank lagerbar sein. Da bisher die Elemente aber immer zeitnah bestimmt wurden, liegen keine Erfahrungen zur Lagerfähigkeit vor. Bei längerer Lagerung sollten die Extrakte eingefroren werden.
► Elementbestimmung am ICP-OES (auswählen z. B. Al, Ca, Cd, Cu, Fe, K, Mg, Mn, Ni, P, Pb, Zn)
Protokoll Heißwasserextrakt zur gleichzeitigen Bestimmung der leicht umsetzbaren OBS
Durchführung:
► (10) oder 25 bis 30 g luftrockenen Feinboden (<2 mm gesiebt) in einen 250 ml Glaskolben einwiegen (der Heizblock bietet 12 Plätze, mind. einen davon als Blindwert ansetzen)
► einige Siedesteinchen zugeben und 50 bis 60 ml Wasser zugeben
► exakte Einwaage und Wasservolumen notieren
► Glaskolben in den Heizblock setzen
► Rückflusskühler aufsetzen, die Suspension im Heizblock erhitzen und 60 min kräftig kochen, sodass Boden und Wasser intensiv durch-wirbelt werden
► Probe schnell abkühlen (Gefäße in kaltes Wasser stellen)
► 3 Tropfen 2,5 M CaCl2-Lösung als Filtrierhilfe zugeben und über P-freie Faltenfilter in 100 ml Erlenmeyerkolben filtrieren
► Bestimmung von C- und N-Konzentrationen in flüssigen Extrakt wie bei Cmic
► Bestimmung P (und ggf. weitere Elemente) am ICP-OES
► Wenn zur Bestimmung organischer C-Verbindungen mittels MS ein Feststoff nötig ist, sollte der Extrakt gefriergetrocknet werden.
Beide Wasserextrakte können in der AG Bodenkunde (AUF, Uni Rostock) durchgeführt werden.
4.5.2.4 Extraktion mit niedermolekularen organischen Säuren
Prinzip und Eignung der Extrakte
Im Boden liegen nur geringe Anteile von P als gelöstes Phosphat in der Bodenlösung vor; die größten Anteile sind stärker oder schwächer an die Bodenteilchen gebunden. Die Extraktion mit niedermolekularen organi-schen Säuren (low molecular weight organic acids = LMWOA) simuliert die Ausscheidung von Wurzelexudaten der Pflanzen und damit die Lösung von potenziell verfügbaren Nährstoffen in der Rhizosphäre. Feng et al. (2005) beschreiben die Extraktion mit LMWOA für pflanzenverfügbare Schwerme-talle, während Wei et al. (2010) Zitronensäurelösung ähnlicher Molarität zur Extraktion von pflanzenverfügbaren P verwendeten.
Werden mit diesen Extrakten kleinräumige hot spots im Boden, wie z. B. Rhizosphäreboden, untersucht, empfiehlt sich die Nutzung naturfeuchter Proben, um mikrobielle Umsetzungen und oxidative Veränderungen während der Trocknung zu verhindern (siehe Kapitel 2.4). Dies verhindert auch eine durch Trocknung verursachte Lyse mikrobieller Zellen in den Mikroorganismen-reichen hotspots wie der Rhizosphäre, welche ein unerwünschtes Freisetzen von mikrobiellem P verursachen würde (Sparling et al. 1985, Srivastava 1998, Turner and Haygarth 2003). Um die mikrobielle Aktivität und potenzielle Biodegradation der organischen Säuren zu verhindern, kann ein Biozid (z. B. Chloroform) zugesetzt werden (Wei et al. 2010). Außerdem muss die angesetzte Lösung am selben Tag verbraucht werden, um eine Degradation der organischen Säuren zu verhindern.
Die LMWOA-Extrakte wurden bisher nicht in den Laboren der Bodenkunde (AUF, Uni Rostock) durchgeführt, könnten aber dort potenziell getestet werden.
Protokolle
LMWOA-Extrakt modifiziert nach Feng et al. (2005)
► Gesamtkonzentration der organischen Säuren: 10 mM bestehend aus: acetic, lactic, citric, malic und formic acid im Verhältnis: 4:2:1:1:1
► 10 mM = 9/9
| Anteil | Säure | Konzentration | Molare Masse in g mol-1 | verfügbar als |
| 4/9 | acetic acid | 4,44 mM Essigsäure | 60,05 | Flüssigkeit |
| 2/9 | lactic acid | 2,22 mM Milchsäure | 90,08 | Flüssigkeit |
| 1/9 | citric acid | 1,11 mM Zitronensäure | 192,124 | Pulver |
| 1/9 | malic acid | 1,11 mM Äpfelsäure | 134,09 | Pulver |
| 1/9 | formic acid | 1,11 mM Ameisensäure | 46,025 | Flüssigkeit |
Ansatz für 1 Liter LMWO-Lösung:
| Essigsäure | 4,44 mM | 266,62 mg |
| Milchsäure | 2,22 mM | 199,98 mg |
| Zitronensäure | 1,11 mM | 213,25 mg |
| Äpfelsäure | 1,11 mM | 148,84 mg |
| Ameisensäure | 1,11 mM | 51,09 mg |
Durchführung der Extraktion
► 2,00 g feuchten Rhizosphärenboden oder lutro Boden <2mm in 50 ml Zentrifugenröhrchen einwiegen
► 20 ml LMWOA-Lösung zugeben plus 2 Tropfen Chloroform (Wei et al. 2010) als Biozid
► 16 h über Kopf schütteln bei ca.20 Umdrehungen pro Minute
► Bei 3000 x g für 30 min zentrifugieren
► 5 ml des Überstandes in 10 ml graduierte Reagenzgläser abpipettieren, diese mit 2 %-iger HNO3 auffüllen
Zitronensäure-, Oxalsäure- oder Maleinsäureextrakt nach Wei et al. (2010)
Nach Wei et al. 2010 war die Extraktion mit Zitronensäure für tropische und subtropische Böden am effektivsten.
Ansatz der Lösungen
1 mM Zitronensäurelösung
► molare Masse: 192,124 g mol-1
► Einwaage für 1 Liter 1mM Zitronensäure: 192 mg
1 mM Oxalsäurelösung
► molare Masse: 90,04 g·mol−1 (wasserfrei) 126,07 g·mol−1 (Dihydrat)
► Einwaage für 1 Liter 1 mM Oxalsäure: 90 mg (wasserfrei) oder 126 mg (Dihydrat)
1 mM Maleinsäurelösung
► Molare Masse: 116,072 g mol-1
► Einwaage für 1 Liter 1 mM Maleinsäure: 116 mg
Durchführung der Extraktion mit LMWOAs
► 4,00 g lutro Boden <2mm in 50 ml Zentrifugenröhrchen einwiegen
► 40 ml Zitronensäure-, oder Oxalsäure- oder Maleinsäure-Lösung zugeben plus 2 Tropfen Chloroform als Biozid (unter dem Abzug arbeiten)
► 24 h über Kopf schütteln
► Bei 3000 x g für 30 min zentrifugieren
► Durch P-freie Filter filtrieren
Bestimmung der Elementkonzentrationen
► Messung der interessierenden Elemente am ICP-OES
► Ggf. Messung Pi mittels Molybdänblau
4.5.2.5 Ion-sink-Methoden - Anionenaustauscherharz
Zu den Ion-Sink-Methoden zählen Extrakte mit Anionenaustauscherharz und Fe-beschichtet Streifen oder Filterpapieren (Myers et al. 2005). Diese Methoden simulieren die Verhältnisse in der Rhizosphäre, d. h. die Pflanzenwurzel (oder in dem Fall die Austauscher) nehmen das in der Bodenlösung vorhandene P auf. Daraufhin wird, dem Löslichkeitsgleich-gewicht folgend, P von den Bodenpartikeln desorbiert und das gelöste P wieder von den Wurzeln bzw. dem Austauscher aufgenommen. Diese Methoden haben den Vorteil, dass sie, im Gegensatz zu chemischen Extraktionsmitteln, unabhängig von den Bodeneigenschaften genutzt werden können, den Boden nicht chemisch verändern und im Fall von Anionenaustauscherharz mehrfach (50 bis 500 Mal) wiederverwendet werden können (Saggar et al. 1990, Schoenau und Huang 1991).
Hinweise zu den Extrakten mit Anionenaustauscherharz
Extraktionen mit Anionenaustauscherharzen können entweder als sogenannte (1) Batch-Extrakte (mit Harzmembranen (anion exchange membran = AEM) oder Harzkügelchen), mit der (2) miscible displacement technique (Abdu 2006) oder (3) mit der Platzierung der Austauscherharze direkt in den ungestörten Boden durchgeführt werden (e.g. Quian and Schoenau 2002). Bei den Batch-Extrakten werden Boden und Reinstwasser in einem weiten Verhältnis gemischt und das Austauscher-harz zum Schütteln zugegeben. Die Austauscherharze können entweder mit HCl oder mit Bicarbonat vorbehandelt werden (Abdu 2006, Sibbesen 1978, Quian and Schoenau 2002). Es werden dann Phosphate gegen Anionen der Membran ausgetauscht. Sibbesen (1978) wies nach, dass HCO3--Harze geeigneter sind als Cl--Harze, da die Pflanzen HCO3- in der Rhizosphäre anreichern, was in sauren bis neutralen Böden zu einer Erhöhung des pH-Wertes in der Rhizosphäre und in alkalischen Böden zu einer pH-Verringerung führt. Wird Cl--Harz genutzt, kann sich das Cl- in der Lösung anreichern und die Austauschreaktion hemmen (Myers et al. 2005). Diese Methode kann daher auch nicht bei salzhaltigen Böden eingesetzt werden.
Im Folgenden wird, ausgehend von der sequentiellen P-Fraktionierung, das Vorgehen zur P-Extraktion mit Anionenaustauscherharz als Membran in der HCO3--Form beschrieben. Da sonst keine Erfahrungen mit diesen Extraktionsmethoden in den AGs vorliegen, wird auf die Literatur verwiesen.
Protokoll zur Extraktion mit Streifen von Anionenaustauscherharz
Präparation der Harzstreifen (siehe auch Myers et al. 2005, Saggar et al. 1990)
► Anionen-Austauscher-Membrane BDH #55164 2S (siehe auch sequentielle P-Fraktionierung, in 12 Streifen von je 6 x 2 cm schneiden
► 2 L 0,5 M NaHCO3 herstellen und in zwei 1-Liter-Bechergläser füllen
► Harzstreifen für 1 h in erstes Becherglas geben, mit Pinzette in zweites Becherglas überführen und erneut 1 h inkubieren
► Harzstreifen 3 Mal waschen, indem sie in Bechergläser mit RW gelegt werden (mit Pinzette bewegen, Pinzette vor Benutzung in RW einlegen)
► Lagerung in RW im Kühlschrank (24 h vor Nutzung, nach Vorbereitung mit HCO3-)
Probenvorbereitung:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4 und 3.1)
► Bodenproben <2 mm sieben und diese <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2) bestimmen
Durchführung:
► Einwaage 0,5 g Boden, 30 ml Reinstwasser und einen Streifen Anionenaustauscherharz zugeben, 18 Stunden über Kopf schütteln
► Harzstreifen mit einer Pinzette entfernen, anhaftende Bodenpartikel mit Reinstwasser (RW; Spritzflasche) zurück in Zentrifugenröhrchen spülen
► Harzstreifen mit max. 45 ml 1 M HCl über Trichter mit P-freiem Filter in 50 ml Maßkolben waschen
► Harzstreifen wieder in Bechergläser mit RW legen, später erneute Vorbehandlung für Bicarbonatform durchführen, bevor wieder die Lagerung im Kühlschrank erfolgt
► Maßkolben mit 1 M HCl auf 50 ml auffüllen
► Aliquote (10 bis 20 ml) für P-Bestimmung abfüllen, Bestimmung Harz-Pt am ICP, ggf. Pi mittels MB (siehe Kapitel 4.5.1 sequentielle P-Fraktionierung)
Herstellen 0,5 M NaHCO3
Molare Masse NaHCO3: 84,007g mol-1
42 g NaHCO3 in einen 1-Liter Maßkolben geben und mit RW auffüllen
Da es sich um eine Fraktion der sequentiellen P-Fraktionierung handelt, kann die Extraktion mit Anionenaustauscherharz in den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau an der Agrar- und Umweltwissenschaftlichen Fakultät der Universität Rostock durchgeführt werden.
Myers et al. (1999) und (2005) weichen vom obigen Vorgehen wie folgt ab:
Nach der Bodenextraktion und dem Abspülen der Bodenpartikel mit Reinstwasser werden:
► Die Harzmembranen in eine 125 ml Weithalsflasche gegeben und es werden 50 ml von 0,5 M HCl zugegeben, um P von den Harzstreifen zu entfernen
► Die verschlossenen Flaschen werden auf einem Horizontalschüttler (horizontally and end-to-end on a reciprocating shaker) bei 125 bis 130 rpm für 90 min geschüttelt
► Die Harzstreifen werden entfernt und die P-Konzentration in der HCl-Lösung bestimmt
Schoenau und Huang (1991) weichen wie folgt ab:
Ist der Boden von den Harzmembranen abgewaschen, werden sie in 50 ml Zentrifugenröhrchen gegeben und 30 ml 0,5 M HCl werden zugegeben.
Die Harzmembranen werden 1 h auf dem Horizontalschüttler geschüttelt.
Vorbehandlung Anionenaustauscherharz, wenn die Cl--Form genutzt werden soll, nach Myers et al. (2005):
► Harzmembranen 24 h vor Benutzung in Reinstwasser lagern
► 250 ml 1.0 M KCl herstellen, in ein Becherglas geben und für 30 min die Harzmembranen einlegen
► Den Vorgang in einem zweiten Becherglas wiederholen,
► danach Harzstreifen mit Reinstwasser spülen, bevor sie in Reinstwasser gelagert werden
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Dana Zimmer, Karen Baumann
Im Boden ist Phosphor an unterschiedliche Bodenbestandteile gebunden und nur ein geringer Anteil ist in der Bodenlösung gelöst. Damit ist in unter-schiedlichen Böden P auch unterschiedlich mobilisierbar und bioverfügbar. Insbesondere bei sauren pH-Werten wird P im Boden stark an pedogene Fe- und Al-(Hydr)Oxide (im Folgenden als Oxide abgekürzt; z. T. Mn-Oxide) gebunden. Da sich insbesondere gut und schlecht kristalline Fe-Oxide in ihrer Bindungsfähigkeit für P unterscheiden, werden Extrakte für die Abschätzung der Fe-Kristallinität genutzt, um daraus auch die Bindung von P an diese Fe-Oxide abzuschätzen. Es ist wie bei allen Extrakten zu beachten, dass sie Extrakte operationell definiert sind und nicht nur die Zielsubstanzen, sondern z. T. auch andere Bindungsformen extrahieren bzw. die Extraktion der Zielsubstanz unvollständig ist (Rennert 2019 und Referenzen darin). Werden diese Extrakte in den aufeinander folgenden Horizonten eines Bodenprofils durchgeführt, können Sie, unter Einschränkung, Hinweise auf Transformationsprozesse im Boden liefern. Dies gilt insbesondere für Böden mit Fe-Verlagerungsprozessen wie Podsole.
Generell wird an schlechter kristallinen, insbesondere, Fe-Oxiden (z. B. Ferrihydrit) P stärker adsorbiert und weniger desorbiert als bei besser kristallinen Fe- und Al-Oxiden (z. B. Gibbsit) (Gypser et al. 2018). Die Kristallinität der pedogenen Oxide kann durch die Probenahme und Trocknung der Proben beeinflusst werden (siehe auch Kapitel 2.4) und kann so auch Einfluss auf das Ergebnisse der Extraktionen haben. Eine Trocknungstemperatur von 60 °C verursacht eine Alterung von schlecht kristallinen Fe-Oxiden, d. h. ihre Kristallinität nimmt zu (Landa and Gast 1973). Bereits ab 50 °C wird Ferrihydrit in besser kristallinen Goethit und Hämatit umgewandelt (Das et al. 2011), welches folglich die P-Bindung und P-Extrahierbarkeit beeinflussen kann. Daher sollten Bodenproben insbesondere für diese Extraktionen bei niedrigeren Temperaturen getrocknet werden.
Es wird davon ausgegangen, dass der Oxalatextrakt im Dunkeln (Schwertmann 1964, Landa and Gast 1973, Miller et al. 1986) v. a. schlecht kristallines Fe (und daran gebundenes P) und der Dithionitextrakt (nach Mehra and Jackson 1960; DCB) zusätzlich auch besser kristalline Fe-Oxide extrahiert. Der Dithionitextrakt nach Mehra und Jackson (1960) wird in unterschiedlichen Ausführungen genutzt, ist aber wegen schlechter Hämatit-Extraktion in die Kritik geraten. Deb (1950) fand, dass der Oxalatextrakt im Sonnenlicht vergleichbare Fe-Konzentrationen extrahierte wie der DCB-Extrakt. Reyes and Torrent (1997) schlagen einen Extrakt aus 0,05 M Ascorbinsäure mit 0,2 M Citrat (pH 6, 16 h) vor, um Fe aus schlecht kristallinen Oxiden zu extrahieren.
Ausgehend von der historischen Entwicklung gibt es unterschiedliche Bezeichnungen für schlecht kristalline pedogene Oxide, z. B. aktive bzw. reaktive Oxide, amorphe Oxide, nicht-kristalline Oxide (Rennert 2019 und Referenzen darin). Da in amorphem oder nicht-kristallinem Material keine Ordnung besteht, selbst nicht in der näheren Atomumgebung, schlägt Rennert (2019) daher vor, den Term "kurzreichweitig geordnet" (engl. short-range ordered) äquivalent zu "schlecht kristalline" (engl. poorly crytalline) pedogene Oxiden zu nutzen; dies ist aber nicht gleichbedeutend mit "nicht-kristallin" (engl. noncrystalline) oder "amorph" (engl. amorphous). Es ist zu beachten, dass es im Boden keine scharfe Abgrenzung von gut und schlecht kristallinen Oxiden, sondern vielmehr ein Kontinuum existiert. In diesem Kapitel werden die Bezeichnungen schlecht(er) und gut (besser) kristallin zur Unterscheidung genutzt.
Hinweis: Werden die Extrakte durchgeführt, sind unbedingt auch die Gesamtelementkonzentrationen (Al, Fe, Mn und P) in der Bodenprobe zu bestimmen. Bei der Berechnung der P-Sorptionskapazität und P-Sättigung ist darauf zu achten, dass mit den Konzentrationen in mol statt g gerechnet werden muss! Bei der Interpretation der Ergebnisse ist wiederum zu beachten, dass die Extrakte nicht nur die Zielverbindungen extrahieren, sondern diese unvollständig extrahieren oder Nicht-Zielverbindungen mit extrahieren (Rennert 2019) und so die Zielphasen unter- bzw. überschätzt werden können.
Folgende Parameter können aus dem Oxalatextrakt, dem Dithionitextrakt und der Gesamtelementkonzentration berechnet werden:
P-Sorptionskapazität = PSC in mmol kg-1 (P sorption capacity)
Grad der P-Sättigung der pedogenen Oxide in % (degree of P-saturation = DPS)
Hinweis: In einigen Publikationen wird auch Mnox zu Alox und Feox addiert! Dies sollte insbesondere bei erhöhten Mn-Konzentrationen im Boden in Betracht gezogen werden.
Um die unterschiedlich kristallinen Anteile und damit die Bindungsfähigkeit der Fe-Oxide abzuschätzen, können folgende Fraktionen berechnet werden:
Anteil schlecht kristalliner Fe-Oxide an Gesamt-Fe = 
Anteil schlecht kristalliner Fe-Oxide an pedogenen Fe-Oxiden = 
Anteil pedogener Fe-Oxide an Gesamt-Fe = 
Anteil gut kristalliner Fe-Oxide an Gesamt-Fe = 
Abkürzungen:
ox = Elementkonzentration im Oxalatextrakt
d = Elementkonzentration im Dithionitextrak
t = Gesamtelementkonzentration (total)
In analoger Form können die P-Konzentrationen in den entsprechenden Fraktionen aus den P-Konzentrationen der Extrakte errechnet werden. Die Extrakte können in der AG Bodenkunde (AUF, Uni Rostock) durchgeführt werden.
4.5.3.1 Oxalatextrakt zur Extraktion der schlecht kristallinen Fe- und Al-Oxide und des daran gebundenen P
Prinzip und Eignung des Extrakts
Es wird davon ausgegangen, dass der Oxalatextrakt im Dunkeln (Schwertmann 1964, Landa and Gast 1973, Schwertmann 1973, Miller et al. 1986) v. a. schlecht kristallines Fe (und daran gebundenes P) extrahiert. Beim Oxalatextrat bilden Oxalsäure und Ammoniumoxalat bei pH 3 einen Puffer. Bei pH-Werten <3,5 werden Oxid-Oberflächen zunächst protoniert, bevor anschließend Oxalat adsorbiert wird und komplexierte Al3+ und Fe3+ -Ionen freigesetzt werden (Rennert 2019). Zudem werden auch organisch gebundenes Fe, Al, und Mn extrahiert. Abhängig von der Kristallinität kann Fe im Extrakt somit von gelöstem Fe, organisch gebundenen Fe-Verbindungen und dem schlecht kristallinen Ferrihydrit, aber auch von wenig kristallinen Goethit und Hämatit sowie Lepidokrokit stammen; Al im Extrakt kann aus z. B. Hydroxy-Zwischenschichten, wenig kristallinen Al-Oxiden und Aluminosilikaten sowie aus Allophanen kommen (Rennert 2019).
Laut Parfitt and Childs (1988) ist der Oxalatextrakt eine der besten Methoden, um den Anteil schlecht kristalliner Fe-Oxide insbesondere von Ferryhydrit abzuschätzen, auch wenn Fe dabei zusätzlich aus einigen Al-Schichtsilikaten (Allophane, Imogolite) extrahiert wird. Im Sonnenlicht extrahiert der Oxalatextrakt vergleichbare Fe-Konzentrationen wie der DCB-Extrakt (Deb 1950). Für den Oxalatextrakt nach Schwertmann wurden Extraktionszeiten zwischen 1 bis 5 h getestet; die Festsetzung auf 2 h Schüttelzeit ist willkürlich (Schwertmann 1964). Sind die Konzentrationen von Fe trotz 12-facher Verdünnung immer noch wesentlich zu hoch für eine Messung am ICP (z. B. beim Vorliegen von Raseneisenerz s. DIN 19684-6), kann die Einwaage verringert werden (z. B. 0,5 g) oder die Extrakte müssen für die Messung stärker verdünnt werden.
Interpretation der Ergebnisse
Der Oxalatextrakt sollte nicht für sich allein betrachtet werden, sondern zumindest ins Verhältnis zur Gesamtelementkonzentration gesetzt werden. Analog zu Fe kann auch P berechnet werden (z. B. Anteil des Oxalat-extrahierten P an Dithionit- oder Total-P, Gleichungen siehe oben zu Fe). Mit den Ergebnissen für P kann die P-Sorptionskapazität (PSC) und den Anteil der P-Sättigung der pedogenen Oxide (DPS) berechnet werden (Gleichungen siehe oben).
Vergleichswerte zur Orientierung: DPS-Werte, die in MV im humosen Oberboden in Bodenprofilen für die DBG-Tagung 2013 (Ahl & Leinweber 2013) bestimmt wurden.
► im Wald: DPS um 10 %
► "normaler" Acker-Oberboden DPS 20…30 %
► bei starker Gülledüngung oder massivem Eintrag anderer P-reicher Biomasse wurden DPS-Werte >30 % gefunden; dies könnten bei Böden auch ein Hinweis auf einen anthropogenen Einfluss in der Vergangenheit sein
► Auf ehemaligen Kiesabbauflächen, die zu DDR-Zeiten zur Rekultivierung massiv mit Gülle gedüngt und dann nach Neuansaat als Rinderweide genutzt wurden, sowie im fEx-Horizont eines (ehemaligen) Hortisols im Klostergarten in Rostock wurden DPS-Werte von >90 % oder sogar >100 % gefunden! Es wird hier davon ausgegangen, dass mit Oxalat auch Teile des an die OBS gebundenen P extrahiert wurden.
Protokoll für die Oxalat-Extraktion
Probenvorbereitung:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4, 3.1)
► Bodenproben <2 mm sieben und diese <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2) bestimmen
Reagenzien:
Entweder können beide Lösungen getrennt angesetzt und dann zusammengeführt werden oder in einem Schritt der Oxalatpuffer hergestellt werden. Um Chemikalien zu sparen (DIN 19684-6), ist die zweite Variante zu bevorzugen.
(1) Einwaage für 1 Liter Oxalatpuffer (laut DIN) (getrennter Ansatz)
► Lösung 1: 28,42 g Di-Ammonium-Oxalat-Monohydrat ((NH4)2C2O4 * H2O)) in 1-Liter-Kolben einwiegen und mit Reinstwasser auffüllen
► Lösung 2: 25,21 g Oxalsäure-Dihydrat C2H2O4 · H2Oin 1-Liter-Kolben einwiegen und mit Reinstwasser auffüllen
► 700 ml Lösung 1 (entspricht 19,89 g Ammoniumoxalat) mit 535 ml Lösung 2 (entspricht 13,48 g Oxalsäure) mischen und pH-Wert der Extraktionslösung prüfen, er sollte zwischen pH 3.0 (Schwertmann 1964) und 3.2 (DIN ISO 19684-6) sein, ggf. mit Ammoniaklösung einstellen
Hinweis: Der pH-Wert liegt i. d. R. um 3.0 und es werden etwa 100 ml Ammoniaklösung benötigt, um auf den pH auf 3.2 einzustellen. Es sollte daher der pH 3.0 genutzt werden.
(2) Herstellung von 1 Liter Oxalatpuffer-Extraktionslösung in einem Ansatz
► 16,11 g Di-Ammonium-Oxalat-Monohydrat (NH4)2C2O4 · H2O und 10,92 g Oxalsäure-Dihydrat C2H2O4 · H2O in 1-Liter-Kolben einwiegen
► Kolben bis 700 bis 800 ml mit Reinstwasser auffüllen und auf dem Magnetrührer rühren, bis sich die Salze gelöst haben
► Mit Reinstwasser auf etwa 900 ml auffüllen, pH-Wert prüfen s. oben und ggf. auf 3.0 einstellen (siehe Hinweis oben), mit Reinstwasser auf 1 Liter auffüllen
Durchführung:
► Pro Bodenprobe mindesten 3 Replikate und pro 10 Extraktionsproben mindestens 1 Blindwert ansetzen.
► 1,5 g Feinboden (gilt für 0,1 bis 5 g Fe kg-1 Boden) in 50 ml Zentrifugenröhrchen einwiegen oder 5,00 g Feinboden in 200 bis 250 ml Kunststoffflaschen (s. DIN)
► 30 ml bzw. 100 ml Oxalatpuffer zugeben
► 2 h über Kopf im Dunkeln schütteln
► Bei 1500 x g für 10 min zentrifugieren
► Extrakt durch trockene P-freie Filter filtrieren
► Verdünnung: mindestens Faktor 12 (1 Teil Probe plus 11 Teile Reinst-wasser, Verdünnung muss getestet werden, bei höheren Fe-Konzentrationen kann Fe ausflocken)
► Aliquot in ICP-Gefäße überführen und bis zur Messung im Kühlschrank lagern oder einfrieren (wenn >1 Tag gelagert)
► Elementbestimmung am ICP-OES (Alox 396.153 nm, Feox 238.204 nm, Mnox 257.610 nm und Pox 214.914 oder 213.617 nm)
Die Oxalat-Extrakte können in den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau (beide AUF, Uni Rostock) durchgeführt werden.
Alternative Extraktion zum Oxalatextrakt zur Abschätzung der schlecht kristallinen Fe- und Al-Oxide nach Reyes and Torrent (1997):
Laut Reyes und Torrent (1997) wird mit dem Oxalatextrakt auch Fe und Al aus den beiden Al-Silikaten Allophan (Al2O3·(SiO2)1.3-2·(H2O)2.5-3 [1]) und Imogolit (Al2SiO3(OH)4 [2]) extrahiert, während mit einer Lösung aus Citrat + Ascorbat (C-A-Extrakt) dieses Al und Fe nicht extrahiert wird. Damit wird also mit einem Oxalatextrakt der Anteil pedogener, schlecht kristallinen Al- und Fe-Oxide überschätzt, wenn höhere Anteile dieser Schichtsilikate im Boden vorhanden sind (Reyes and Torrent 1997). Es kann nicht unterschieden werden, ob das mit Oxalat zusätzlich extrahierte Fe (im Vergleich zum C-A-Extrakt) direkt aus dem Allophan-Fe oder aus den in den Allophanen eingeschlossenen Fe-Oxiden stammt (Reyes and Torrent 1997). Mit dem C-A-Extrakt können also gezielter die schlecht kristallinen Al- und Fe-Oxide extrahiert werden. Liegt allerdings organische Bodensubstanz vor, ist, laut Reyes and Torrent (1997), zusätzlich zum C-A-Extrakt ein Citratextrakt zu empfehlen, da der C-A-Extrakt auch Teile des an die organische Bodensubstanz gebundenen Al und Fe extrahiert, während der Citratextrakt bevorzugt Al und Fe, welche an die organische Bodensubstanz gebunden sind, extrahiert. Die Differenz der Elementkonzentrationen (Al, Fe, P) aus dem C-A-Extrakt (schlecht kristallin + organische gebunden) und dem Citrat-Extrakt (organisch gebunden) ergibt dann den Elementanteil aus den schlecht kristallinen Oxiden.
Vorgehen für die Extraktion schlecht kristalliner Al- und Fe-Oxide laut Reyes and Torrent (1997):
Es gibt keine Angabe zur Probeneinwaage. Da in der Publikation mit dem Oxalatextrakt verglichen wurde, wird von einer ähnlichen Einwaage (0,5 g bis 1,5 g Boden) ausgegangen. Reyes and Torrent (1997) empfehlen, dass mit dem C-A-Extrakt nicht mehr als 0,25 mmol (=15 mg) Fe pro Liter extrahiert werden sollen, d. h. die Probeneinwaage muss ggf. für den jeweiligen Boden angepasst werden.
Protokoll Citrat-Ascorbat-Extrakt (C-A-Lösung)
Reagenzien für die Citrat-Ascorbat-Lösung= C-A-Lösung (1 Liter)
tri-Natriumcitrat-Dihydrat C6H5Na3O7 · 2H2O molare Masse: 294,10 g mol-1
► 58,82 g tri-Natriumcitrat-Dihydrat (C6H5Na3O7 · 2H2O) in einen 1 Liter Weithals-Maßkolben einwiegen
► Ca. 800 ml Reinstwasser zugeben und auf dem Magnetrührer rühren und pH-Messgerät einhängen
► unter Rühren so lange feste Ascorbinsäure (ca. 7,6…8,4 g für 1 L) zugeben, bis ein pH-Wert von 6 erreicht ist (es werden zwischen 0,38 und 0,42 g Ascorbinsäure pro 50 mL Lösung benötigt)
► Die Lösung hat dann eine Ascorbinsäurekonzentration zwischen 0,043 bis 0,048 M, bis zu einer Molarität von 0,05 M hat diese keine Auswirkungen auf die Extraktion
► mit Reinstwasser auf 1 Liter auffüllen
Ablauf der Extraktion
► Probe in 50 mL einer 0.2 M Na-Citrate-0.05 M Na-Ascorbat Lösung (C-A-Lösung; pH 6) in einem maximal 60 ml Zentrifugenröhrchen für 16 h schütteln
► Zentrifugieren (1500 x g), durch P-freie Filter filtrieren
► Messung Al, Fe, (Mn) und P am ICP-OES
Hinweise zum C-A-Extrakt (Reyes and Torrent 1997):
► Der Luftraum im Zentrifugenröhrchen sollte nicht größer als 15 ml sein, um eine Oxidation des Extraktionsmittels zu verhindern.
► Die Extraktionslösung ist gut gepuffert und es wurden nur kleine pH-Wert Veränderungen im Extrakt beobachtet.
► Bis zu 50 mg CaCO3-Äquivalent pro 50 ml Lösung hatten keinen Einfluss auf die Menge an extrahiertem Fe. Bei Proben mit höheren Carbonat-konzentrationen sollte 1 mmol Zitronensäure pro mmol CaCO3 zugegeben werden, sodass der finale pH-Wert 6 ±0,1 ist.
► Für Abweichungen von <0,1 pH-Einheiten wurden keine Auswirkungen von Carbonat auf die Menge an extrahiertem Fe nachgewiesen.
Protokoll Citrat-Extrakt
Reagenzien für die 0,2 M Citrat-Lösung (1 Liter)
► 58,82 g tri-Natriumcitrat-Dihydrat C6H5Na3O7 · 2H2O in einen 1 Liter Weithals-Maßkolben einwiegen
► Ca. 800 ml Reinstwasser zugeben und auf dem Magnetrührer rühren und pH-Messgerät einhängen
► mit 1 M KOH auf einen pH-Wert von 6 einstellen
► mit Reinstwasser bis zur Eichmarke auffüllen
Ansatz 1 Liter 1 M KOH
Molare Masse KOH 56,1056 g mol-1
► Ca. 800 bis 900 ml Reinstwasser in einen Maßkolben geben
► Vorsichtig 56,11 g KOH (Feststoff) zugeben. Vorsicht, die Lösung erwärmt sich!
► Nach Abkühlen auf Raumtemperatur den Maßkolben mit Reinstwasser auf 1 Liter auffüllen
Ablauf der Extraktion
► Probe in 50 mL einer 0.2 M Na-Citrate-Lösung (pH 6) in einem maximal 60 ml Zentrifugenröhrchen für 16 h schütteln (Einwaage muss identisch mit der im C-A-Extrakt sein)
► bei 100 x g zentrifugieren, durch P-freie Filter filtrieren
► Messung der Al, Fe und P-Konzentrationen am ICP-OES.
Hinweise:
► Im Vorfeld muss für beide Extrakte unbedingt geklärt werden, ob die Lösungen bei den gegebenen Na-Konzentrationen am ICP-OES gemessen werden können oder ob verdünnt werden muss!
► Beim Ansatz der Reagenzien unbedingt unter dem Abzug arbeiten und Schutzkleidung tragen, da mit Säuren und Laugen gearbeitet wird.
Die Extrakte nach Reyes und Torrent (1997) wurden bisher in den AGs Bodenkunde und Pflanzenbau nicht durchgeführt, könnten aber erfragt werden.
4.5.3.2 Dithionit-Extrakt zur Extraktion auch der besser kristallinen Al- und Fe-Oxide und des daran gebundenen P
Prinzip und Eignung des Extrakts
Der Dithionitextrakt, mit dem schlecht und gut kristalline Eisenoxide extra-hiert werden sollen, geht auf Mehra und Jackson (1960) zurück. Die Dithionit-Extraktion nach Mehra und Jackson (1960) wurde in eine DIN überführt: DIN ISO 12782-2. In dieser DIN wird das Prinzip wie folgt erklärt (graue Schrift): Das Extraktionsprinzip beruht hauptsächlich auf der Reduktion von Fe(III)-Phasen zu löslicheren Fe(II)-Phasen sowie auf der Neigung zur Komplexbildung der Chemikalien zur Extraktion von Eisen aus kristallinen Materialien (Dijkstra et al. 2005). Die Menge an kristallinen Fe-(hydr)oxiden wird bestimmt durch die Extraktion mittels Dithionit abzüglich der Menge der amorphen Fe-(hydr)oxide, die durch die Extraktion mittels Ascorbat nach ISO 12782-1 bestimmt wurde, sowie weiteren möglichen reaktiven Eisenphasen, die durch Extraktion mittels Dithionit bestimmt wurden und in bestimmten Materialien von Bedeutung sind, wie z. B. unter sauren Bedingungen flüchtige Sulfide (AVS) und Silicat.
Der Extrakt nach Mehra and Jackson (1960) wird auch als Dithionit-Citrate-Bicarbonate-Extrakt bezeichnet, kurz DCB. Nach Varadachari et al. (2006) ist die Extraktion allerdings für z. B. Hämatite unvollständig und enthält einige weitere Widersprüche. Daher ist der veränderte Dithionit-Extrakt nach Varadachari et al. (2006) ein Dithionit-Carbonat-Oxalate-Extrakt, kurz DCO. Der Extrakt nach Varadachari et al. (2006) hat eine größere quantitative Effizienz als der ursprüngliche DCB-Extrakt (Rennert 2019). Laut Rennert (2019) könnte auch ein Extrakt aus Ascorbinsäure, aufgrund der Fähigkeit der Ascorbinsäure Fe(III) gut kristallinen Oxide wie Hämatit und Goethit zu reduzieren, allein oder in Kombination mit Oxalat als Ersatz für den DCB-Extrakt nach Mehra and Jackson (1960) dienen.
Probenvorbereitung für alle Varianten des Dithionitextrakts:
► Bodenproben trocknen (siehe Kapitel 2.4, 3.1)
► Bodenproben <2 mm sieben und diese <2 mm Fraktion (Feinboden) verwenden
► In einer Teilprobe Gesamtelementkonzentrationen (z. B. mittels Königswasserextrakt, siehe Kapitel 4.1.2) bestimmen
Protokoll für den Dithionitextrakt nach Mehra and Jackson (1960)
Ansatz der Chemikalien
0,3 M Na-Citrat Lösung (C6H5Na3O4 2 H2O):
► In einen 1-Liter-Maßkolben 88 g Na-citrat einwiegen
► Mit Reinstwasser bis zur Eichmarke auffüllen
1 M NaHCO3-Lösung:
► In einen 1-Liter-Maßkolben 84 g NaHCO3 einwiegen
► Mit Reinstwasser bis zur Eichmarke auffüllen
Für eine gesättigte NaCl-Lösung:
► NaCl zu Wasser zugeben bis es ausfällt
Ablauf der Extraktion:
► 1 g lutro Feinboden in 50 ml Zentrifugenröhrchen bzw. Glasröhrchen (für Heizblock) einwiegen
► 20 ml 0,3 M Na-Citrat und 5 ml 1 M NaHCO3 zugeben
► Im Wasserbad unter dem Abzug auf 75 bis <80 °C erhitzen, Augen-schutz!
► Unter starkem Rühren (Glasstab) 1 g festes Na2S2O4 (Na-dithionit) zugeben und unter häufigem Rühren weitere 5 min erwärmen
► Erneut 1 g festes Na2S2O4 (Na-dithionit) zugeben und unter häufigem Rühren weitere 10 min erwärmen
► Die Probe sollte jetzt grau sein (nicht rot, gelb oder braun), sonst erneut Na-dithionit zugeben!
► Proben aus dem Wasserbad nehmen und etwas abkühlen lassen (Probe beginnt auszufallen)
► Proben für 10 min bei ca. 1100 x g zentrifugieren (ausprobieren)
► Sollte die Probe nach dem Zentrifugieren nicht ausflocken, 1 ml gesättigte NaCl zugeben und erneut zentrifugieren
► Überstand durch P-freien Filter dekantieren
► Verdünnung 1 : 10 für ICP-OES-Messung
Protokoll für den Dithionitextrakt (DCO-Extrakt) nach Varadachari et al. (2006)
Hinweis zum Dithionitextrakt (DCO) nach Varadachari et al. (2006):
Die Extraktion wurde so bisher nicht in den Laboren der Bodenkunde (AUF, Uni Rostock) durchgeführt, könnten aber dort getestet werden. Die Extraktion muss unter dem Abzug durchgeführt werden! Je nach Wasserbadgröße können wahrscheinlich bis zu 5 Proben auf einmal extrahiert werden. Wegen der Zentrifuge ist eine gerade Probenzahl zu wählen oder es sind im Vorfeld Leerproben mit Wasser einzuwiegen und in der Zentrifuge zu platzieren!
Probeneinwaage: Die Probenmenge hängt vom Fe2O3-Gehalt ab. Die angegeben Extraktionsmittelmengen gelten für maximal 50 mg Fe2O3. 50 mg Fe2O3 entsprechen 35 mg Fe, die in der eingewogenen Probe vorhanden sein dürfen. In Braunerden u. ä. Bodentypen auf Geschiebemergel liegen die Fe-Konzentrationen zwischen 6 und 21 g kg-1 (Zimmer und Leinweber 2013). In Podsolen auf Sand variierten die Fe-Konzentrationen zwischen <1 g und 2,5 g Fe kg-1 (Baum et al. 2013). Die Einheit g pro kg ist äquivalent zur Einheit mg pro g. Bei 21 mg Fe g-1 könnten also 1,5 g Boden eingewogen werden, ohne die 35 mg pro Extraktion zu überschreiten. Bei geringeren Gesamt-Fe-Konzentrationen, z. B. 6 mg g-1, könnte die Einwaage theoretisch bis auf 5 g erhöht werden. Bei höheren Fe-Konzentrationen in den Bodenproben muss die Einwaage verringert werden.
Varadachari et al. (2006) listen u. a. folgende Schwächen des DCB-Extrakts nach Mehra and Jackson (1960) und Aguilera and Jackson (1953) auf:
► Etliche Untersuchungen anderer Autoren zeigen, dass besser kristalline Fe-Oxide insbesondere Hämatit mit dem DCB-Extrakt nur unvollständig entfernt werden, teilweise wird sogar durch den Oxalatextrakt mehr Fe extrahiert als durch den DCB-Extrakt.
► Es gibt keine Nachweise, dass der propagierte pH-Wert von 7,3 und die Reaktionstemperatur von 80-90 °C sinnvoll sind.
► Von den Autoren wird nicht angegeben, dass Dithionit-Lösungen instabil sind und täglich frisch angesetzt werden müssen.
► Die Aussagen zu den pH-Werten zur Ausfällung von FeS widersprechen sich.
► Die Waschungen nach der Extraktion wurden zu selten wiederholt, um sicherzustellen, dass das reduzierte Fe auch tatsächlich vollständig im zentrifugierten Überstand/Extrakt ist.
► Die publizierten Röntgen-Diffraktogramme vor und nach der Reaktion können keine vollständige Hämatit-Extraktion belegen, da typische Linien für Hämatit auch in den Diffraktogrammen nach DCB-Extrakt auftreten.
Folgende Punkte wurden von Varadachari et al. (2006) für den Dithionit-extrakt aus theoretischen Überlegungen und Experimenten untersucht:
► Die Mechanismen der Reduktion durch Na-Dithionit
► Der spezifische Aufbau des Dithionit-Ions bedingt, dass es zwar im trockenen, aber nicht im gelösten Zustand stabil ist und zerfällt daher bei sauren pH-Werten bis zu elementarem S, unter neutralen bis alkalischen pH-Werten ist es stabil, es kommt kaum/nicht zur S-Ausfällung
► Dithionit ist unter alkalischen Bedingungen ein stärkeres Reduktionsmittel als unter sauren Bedingungen (Standardpotential im alkalischen: E0 = 1.12 V; im sauren E0 = 0.056 V);
► Während Dithionit in wässriger Phase, insbesondere unter sauren Bedingungen zerfällt, entstehen H2S und S, welche mit Fe zu weitestgehend unlöslichem FeS ausfallen können
► Metalloxide im oxidierten Zustand wie Fe(III) sind weitestgehend stabil und werden nur durch Veränderung der Oxidationsstufe z. B. zu Fe(II) gelöst, wozu ein starkes Reduktionsmittel nötig ist
► Beim Zerfall des Dithionits ist das SO2--Radikal das stärkste Reduktionsmittel
Daraus leiten Varadachari et al. (2006) u. a. folgende Bedingungen für Reaktionen mit Dithionit ab:
► Die Reaktionen müssen bei alkalischen pH-Werten ablaufen, da die Reduktionkraft des Dithionits hier am stärksten ist und die Bildung von H2S weitestgehend vermieden wird.
► Die Ausfällung von FeS durch das in Seitenreaktionen auch unter alkalischen Bedingungen gebildeten FeS muss durch die Zugabe von Komplexbildnern vermieden werden.
Folgende Reaktionsbedingungen wurden daher durch Varadachari et al. (2006) optimiert (in Klammern die optimale Kombination):
Auswirkungen der Komplexbilder (Oxalat), der Temperatur (100 °C), des pH-Wertes (8), der Menge des Komplexbildners (30 ml für 2 g Na-Dithionit), die Zeitspanne der Reaktion (30 min), die Menge an Dithionit (2 g) und die Art und Weise der Dithionitzugabe (portionsweise).
Protokoll der DCO-Extraktion; es wurde versucht, den Ablauf an die vorhandenen Geräte in der AG Bodenkunde anzupassen; aber der Ablauf wurde noch nicht getestet.
► Einwaage: etwa 1 g Boden <2 mm (je nach Fe-Gehalt, siehe oben)
► In einen 250 ml Erlmeyerkolben 30 ml der Oxalat-Carbonat-Lösung geben, Probe hinzufügen (die Tiefe der Lösung sollte maximal 1,5 cm sein, um den Kontakt der Probe mit der oberflächennah auftretenden reduktiven Zone (Dithionit) zu gewährleisten
► Erlenmeyerkolben mit Suspension im heißen Wasserbad unter dem Abzug platzieren.
► Sobald das Wasserbad annähernd 100 °C erreicht hat (mind. 70 bis 80 °C), Zugabe von 0,4 g Na-Dithionit (Na2S2O4) bei kontinuierlichem Rühren der Probe mit einem Glasstab (bei Zugabe der Probe und des Dithionits den Glasstab kurz entfernen, damit nichts kleben bleibt)
► Im Weiteren ca. alle 5 min Na-Dithionit zugeben bis insgesamt 2 g Na-Dithionit (optimal) zugegeben sind (nicht mehr, da die Lösung sonst sauer wird)
► Ca. 30 min nach erster und 10 min nach letzter Dithionit-Zugabe den Erlenmeyerkolben aus dem Wasserbad entfernen und auf Raumtemperatur abkühlen lassen
► Suspension vollständig in 50 ml Zentrifugenröhrchen (Trichter) überführen (spülen mit (ausprobieren jeweils 10 ml?) 1 M NaCl oder KCl), zentrifugieren (3000 x g für 20 min?) und Überstand durch Filter in Maßkolben (100 ml?) überführen
► Probe bis 5 Mal mit 1 M NaCl oder KCl waschen (jeweils 10 bis 15 ml): jeweils aufschütteln, zentrifugieren und Überstand jeweils in den Maßkolben dekantieren
► Maßkolben bis zur Eichmarke mit 1 M NaCl oder KCl auffüllen
► Messung von Fe, Mn, Al und P im Extrakt am ICP-OES, vergleichen mit Oxalatextrakt (im Dunkeln) zur Abschätzung gut und schlecht kristalliner Fe (Formeln siehe oben)
Ansatz der Reagenzien:
Oxalat-Carbonat-Puffer-Lösung:
► 33,3 g Oxalsäure (H2C2O4 · 2H2O) und 35,3 g wasserfreies Na-Carbonat (Na2CO3) in einen 1 Liter-Maßkolben einwiegen
► Reinstwasser zugeben und ggf. erwärmen, um die Chemikalien zu lösen (dabei reagiert Oxalsäure zu Na-Oxalat),
► den pH-Wert prüfen (er sollte 8,05 sein), ggf. Oxalsäure oder Carbonat zugeben (pH sollte auf jeden Fall >7 sein),
► die Lösung abkühlen lassen und auf 1 L auffüllen
1M NaCl-Lösung:
► 58,44 g NaCl in einen 1-Liter-Maßkolben einwiegen
► Mit Reinstwasser auf 1 Liter auffüllen
Hinweise:
► Na-Dithionit sollte in einem Exsikkator gelagert werden, da es bei normaler Luftfeuchte leicht Wasser absorbiert, welche eine Zersetzung des Na-Dithonit verursacht und damit zu einem Verlust der Extraktionseffizienz führt.
► Waschen der Reaktionssuspension: Nach Abschluss der Reaktion muss die in ein Zentrifugenröhrchen überführte Suspension mindestens 5 Mal gewaschen werden und nach dem Zentrifugieren die jeweiligen Überstände vereinigt werden. Dazu wird immer wieder 1 M KCl oder NaCl zugegeben. Das Waschen scheint vor allem auch nötig zu sein, um die Dispersion des Tons zu verhindern und die Ablagerung von Extraktionsmittelresten im Tonrückstand zu verhindern, wenn also auch der Extraktionsrückstand als reine Tonminerale gesammelt werden soll.
► Der Erfolg der Extraktionen mit Oxalat bzw. Dithionit kann über die Messung der Kristallinität mittels X-ray diffraction (XRD) der Fe-Oxide vor und nach der Extraktion in der Bodenprobe abgeschätzt werden (e.g. Pawluk 1972, Landa and Gast 1973, Rennert 2019). Da Oxalat nur die schlecht kristallinen Fe-Oxide extrahieren soll und schlecht kristalline Fe-Oxide durch XRD nicht erfasst werden können, müssten die XRD-Spektren vor und nach der Extraktion mit Oxalat identisch sein. Da Dithionit (bzw. DCO) auch die gut kristallinen Fe-Oxide extrahieren soll, müssen in den Spektren nach der Extraktion die entsprechenden Peaks im Vergleich zu den nicht-extrahierten Proben fehlen.
► Die Dithionitextrakte sind nicht Bestandteil der Routineanalytik der AG Bodenkunde (AUF, Uni Rostock), könnten dort aber generell auf Anfrage durchgeführt werden.
► Bei durchgeführten Versuchen gab es am ICP-OES Probleme sowohl mit der KCl- als auch der NaCl-Lösung. Daher im Vorfeld unbedingt mit dem Labortechniker für das ICP-OES sprechen!
Referenzen
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Zuletzt aktualisiert am: 09.04.2025